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Identifier ce coléoptère du Bangladesh

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Lieu : Bandarban, Bangladesh


Il s'agit de certaines espèces de coléoptères (ordre des Coléoptères) de la famille des Bostrichidae.

  • Communément appelé coléoptères de la tarière, faux coléoptères des poudrières ou coléoptères des poudrières à cornes.

Xylopsocus capucinus

L'identification aux espèces peut être difficile, mais heureusement pour vous, Sittichaya et al (2009) ont créé un clé illustrée pour identifier les espèces associées à l'Asie du Sud.

Sur la base de leurs principales caractéristiques visuelles de votre spécimen, je suppose que votre spécimen est Xylopsocus capucinus

Source : Sittichaya et al 2009 . une. vue latérale; b. déclivité élytrale ; c. processus intercoxal du 1er ventrite abdominal; ré. vue dorsale.

  • Description : 3-5,5 mm de long ; 1,4-1,7 mm de large. La forme est cylindrique et d'apparence générale similaire à celle d'autres espèces communes de la famille des Bostrichidae.

  • Répartition : dans toute l'Asie du Sud et du Sud-Est de l'Inde à l'archipel indonésien.

  • Hôtes : apparemment polyphages attaquant presque toutes les plantes ligneuses en conditions convenables.

  • Phénologie : les adultes émergent principalement entre mai et novembre.

Comme la plupart des faux coléoptères, la tête ne peut pas être vue d'en haut car elle est dirigée vers le bas et cachée par le thorax :

Source : UFL IAFS


Sources:

  • Sittichaya, W., Beaver, R., & Ngampongsai, A. (2009). Une clé illustrée des coléoptères (Coleoptera, Bostrichidae) associés au bois d'hévéa en Thaïlande, avec de nouveaux enregistrements et une liste de contrôle des espèces trouvées dans le sud de la Thaïlande. ZooKeys, 26, 33.

  • Woodruff RE, Gerberg EJ, Spilman TJ (2005). Un faux coléoptère, Xylopsocus capucinus (Fabricius) (Insecta : Coleoptera : Bostrichidae). Université de Floride, IFAS Extension Publication No. EENY-179. Institut des sciences de l'alimentation et de l'agriculture, Université de Floride, 4 pages


Cela semble être un Coléoptère de la poudre (ordre Coléoptères, famille Bostrichidae); une référence locale est nécessaire pour une identification ultérieure.


Identification, biologie et gestion du doryphore de la pomme de terre

Cette année, une poignée de personnes m'ont posé des questions sur la gestion du doryphore de la pomme de terre (CPB) dans l'Iowa. En savoir plus sur l'identification et la biologie de la CPB ici. Ces conversations ont eu lieu avec des producteurs cultivant plus de 5 acres de pommes de terre et ayant de la difficulté à réduire la pression de la CPB. Avec l'aide du Dr Ian MacRae de l'Université du Minnesota, j'ai élaboré un plan de lutte intégrée contre ce ravageur dévastateur. Le doryphore de la pomme de terre (CPB) est un ravageur majeur de la pomme de terre originaire d'Amérique et du Mexique. Il est présent dans l'Iowa depuis plus de 150 ans et a une longue histoire d'épidémies dévastatrices. Cet article fournit des informations de base sur le cycle de vie de l'identification du CPB et les dommages causés à la pomme de terre.


Doryphore de la pomme de terre. Photo de Wikipédia.

Identification

Les CPB adultes sont de forme ovale et mesurent 3/8 de pouce de long. Ils ont un prothorax jaune-orange (la zone derrière la tête) et des couvertures alaires blanc jaunâtre avec 10 bandes noires étroites. Les femelles déposent des grappes d'œufs ovales jaunâtre-orange vif sur la face inférieure des feuilles. Les œufs deviennent rouge foncé juste avant l'éclosion. Lorsque les larves éclosent pour la première fois, elles ont un corps rouge brique avec des têtes noires. Les larves plus âgées sont de couleur rose à saumon avec des têtes noires. Toutes les larves ont deux rangées de taches sombres de chaque côté de leur corps.


eggsufs de doryphore de la pomme de terre. Photo de Wikipédia.

Les CPB adultes hivernent dans les champs de pommes de terre, les lisières des champs et les brise-vent. Ils deviennent actifs au printemps à peu près au même moment où les pommes de terre émergent (parfois en mai). Les adultes se nourrissent pendant une courte période au printemps, puis commencent à s'accoupler et pondent des grappes de 10 à 30 œufs sur la face inférieure des feuilles. Chaque femelle peut pondre jusqu'à 350 œufs en 3 à 5 semaines.

Les œufs commencent à éclore dans les deux semaines, selon les températures. Les larves restent agrégées près de la masse d'œufs lorsqu'elles sont jeunes, mais commencent à se déplacer dans toute la plante lorsqu'elles mangent les feuilles. Les larves peuvent terminer leur développement en aussi peu que 10 jours si les températures moyennes se situent au milieu des années 80. Cela prendra plus d'un mois si les températures moyennes sont proches de 60°F. Les larves atteignent la maturité à quatre stades avant de tomber de la plante, de s'enfouir dans le sol et de se nymphoser. Il peut y avoir deux générations dans l'Iowa. Étant donné que les œufs sont pondus au fil du temps, tous les stades biologiques de la DPC peuvent être présents en même temps dans un champ de pommes de terre en juillet.


Premiers stades du doryphore de la pomme de terre. Photo de Wikipédia.

Les larves et les adultes se nourrissent du feuillage des pommes de terre et, s'ils ne sont pas traités, peuvent défolier complètement les plantes. En plus de la pomme de terre, ils peuvent également se nourrir d'aubergines, de tomates, de poivrons et d'autres plantes de la famille des solanacées (Solanaceae). Les vieilles larves (c. Les pommes de terre peuvent généralement tolérer une défoliation importante, jusqu'à 30 %, lorsqu'elles sont au stade végétatif, mais elles sont beaucoup plus sensibles aux effets de la défoliation lorsque les tubercules commencent à grossir et elles ne peuvent tolérer qu'environ 10 % de défoliation. Le gonflement des tubercules commence peu après la floraison, ce qui rend ce temps critique pour la gestion de la DPC.


Doryphore de la pomme de terre au troisième stade. Photo de Wikipédia.

En général, les CPB sont très difficiles à supprimer en raison de leur biologie. Une suppression réussie prendra une approche intégrée en mettant l'accent sur la proactivité. Je recommande souvent d'utiliser la lutte intégrée contre les parasites (IPM) pour lutter contre les parasites des grandes cultures. Il devrait inclure certaines ou toutes les tactiques suivantes :

1. Culturel. Une grande partie de ce que les agriculteurs/jardiniers font pour faire pousser des plantes favorise le développement des insectes. Si nous pouvons mélanger nos conditions de croissance pour interférer avec la nourriture et l'habitat dont les parasites ont besoin pour survivre, cela les découragera grandement de dévaster nos récoltes. Par exemple:

  • L'assainissement, ou la suppression de la nourriture et de l'habitat potentiels, est une technique efficace de famine. Si les pommes de terre ou les plantes solanacées (p. ex., aubergines, poivrons, tomates) ne sont pas disponibles lorsque les adultes de la DPP émergent au printemps, ils chercheront des hôtes alternatifs, tels que la morelle et le cerisier de terre. Enlevez les vieilles plantes et les mauvaises herbes dans et autour des parcelles de pommes de terre avant, pendant et après la saison pour éliminer les sources de nourriture.
  • Pour les petites plantations, l'enlèvement à la main peut être efficace. Déposez les adultes et les larves de CPB dans un seau rempli d'eau savonneuse. Retirez ou écrasez également les œufs sur la face inférieure des feuilles. Les adultes peuvent voler dans les parcelles, alors assurez-vous de vérifier régulièrement vos pommes de terre. L'enlèvement à la main peut être moins pratique dans les grandes parcelles.
  • La rotation des cultures, ou la culture de pommes de terre uniquement tous les deux ans, peut aider à réduire les populations de coléoptères si aucune pomme de terre n'est cultivée dans un rayon de ¼-½ mile et que les températures ne sont pas excessivement chaudes. Déplacer la zone plantée de pommes de terre est en grande partie inefficace car le CPB peut parcourir de longues distances lorsque les températures dépassent 70 ° F.
  • La date de plantation ne sera probablement pas une tactique aussi efficace que pour d'autres ravageurs. La plupart des pommes de terre ne germeront pas avant que la température du sol ne soit de 40 °F et les adultes ont tendance à émerger 2 à 4 semaines plus tard. Planter des graines trop tôt peut en fait causer des problèmes de germination, comme des maladies et la pourriture.
  • Le travail du sol n'est efficace que si un travail du sol en profondeur est utilisé (et même alors, ils peuvent survivre). Les adultes hivernent dans le sol et la litière de feuilles et sont tout à fait capables de creuser dans et hors du sol après avoir été enterrés.
  • L'exclusion avec des cages ou des couvertures de rangée n'est pas recommandée pour le CPB car les fournitures sont coûteuses et longues à entretenir.

2. Génétique. Planter une variété précoce vous permettra d'échapper à une grande partie des dommages causés par les adultes émergeant au milieu de l'été. Consultez les catalogues de semences pour les variétés qui mûrissent en moins de 80 jours. Les rendements des variétés à maturation précoce ne sont pas aussi importants, et souvent ces variétés ne se conservent pas aussi bien que la populaire pomme de terre Russet Burbank.

3. Biologique. Il y a peu d'ennemis naturels de la DPC, comme les punaises puantes prédatrices et les coléoptères. Il existe également un champignon naturel, Beauveria bassiana, qui tuera les larves et les adultes. Malheureusement, la lutte biologique a un impact minimal sur les populations de CPB par rapport à d'autres ravageurs des cultures. Je ne recommanderais pas de planter des cultures fleuries autour ou dans les parcelles de pommes de terre pour attirer les ennemis naturels, ou de relâcher des prédateurs pour supprimer le CPB.


Le doryphore de la pomme de terre infecté par Beauveria bassiana, un champignon tueur d'insectes.

4. Scoutisme. Pour concentrer vos efforts de suppression, je recommande fortement l'utilisation du suivi de la température de l'air. Les insectes se développent en fonction de l'accumulation d'unités de chaleur, ou degrés-jours (DD), comme la plupart des plantes et autres invertébrés. Le seuil de développement inférieur, un point auquel aucun développement ne se produira, pour CPB est 52ºF. Le tout premier adulte que vous voyez au printemps établit le « biofix » où l'accumulation de DD commence :

  • 120 jj après biofix - les œufs arrivent à maturité, recherchez le début des premiers stades larvaires
  • 185 jj après le biofix - 1er stade larvaire terminé, recherchez le début du 2e stade larvaire
  • 240 jj post biofix - 2e stades terminés, recherchez les premiers 3e stades
  • 300 jj post biofix - 3e stades terminés, recherchez les premiers 4e stades
  • 400 jj après la biofixation - 4e stades larvaires terminés, les larves commenceront à tomber au sol pour se nymphoser

*Vous voudriez cibler vos efforts de dépistage et de suppression sur la première génération, 120-200 DD post biofix. Chaque été est un peu différent, il est donc important de surveiller chaque saison plutôt que de dépendre des dates du calendrier.

5. Seuils. Même lors de la mise en œuvre de tactiques IPM proactives, comme des outils culturels, il y aura des saisons où la CPB connaîtra encore des épidémies. En général, je recommande d'appliquer des insecticides pour protéger le rendement en fonction de la défoliation des feuilles du CPB : 20 à 30 % avant la floraison, 5 à 10 % à la floraison et 15 à 20 % après la floraison. Estimer la défoliation à l'œil nu demande de la pratique car les gens ont tendance à surestimer la surface foliaire enlevée. Il pourrait y avoir certaines saisons où ces seuils ne sont pas atteints et les insecticides ne sont pas nécessaires.


Le dépistage des œufs et des jeunes larves du doryphore de la pomme de terre, en plus d'estimer la défoliation, éclairera votre plan de suppression des ravageurs et protégera la culture !

6. Chimique. Selon la taille des parcelles de pommes de terre et les épidémies historiques sur la ferme, des insecticides peuvent être nécessaires pour protéger la culture. Cette méthode peut être utilisée avec d'autres tactiques IPM et avec modération (par exemple, un dernier recours lorsque d'autres tactiques ne fonctionnent pas). Je recommande fortement de rechercher et d'utiliser des seuils pour déterminer si des applications sont nécessaires (voir les sections précédentes). Il existe un large éventail de produits de lutte chimique qui ciblent le DPC, allant des pesticides biologiques aux pesticides à usage restreint. Il est important de lire l'étiquette et de suivre toutes les instructions, en particulier le délai de récolte des pommes de terre après les applications. Gardez à l'esprit les considérations suivantes :

  • Il est plus facile de tuer les jeunes larves que les larves plus âgées et les adultes.
  • Les produits sont plus efficaces lorsqu'ils entrent en contact direct avec le corps. Faire entrer de petites gouttelettes en contact avec le CPB peut être difficile étant donné qu'elles se nourrissent et s'agrègent sur la face inférieure des feuilles.
  • Cibler les efforts de suppression de la première génération peut réduire considérablement l'impact de la deuxième génération lorsque les plantes sont plus sensibles à la défoliation.
  • La plupart des produits chimiques sont à large spectre, ce qui signifie qu'ils tueront la plupart des insectes qui entrent en contact avec l'application (par exemple, les pollinisateurs, les prédateurs, etc.). C'est le cas des insecticides organiques et synthétiques.

Insecticides microbiens (les produits suivants sont approuvés pour la production biologique et considérés à faible risque pour l'homme) :


Identifications communes et inhabituelles - Coléoptères

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Nous recevons beaucoup de questions sur les coléoptères. Cela est probablement dû au fait que les coléoptères sont le plus grand groupe d'animaux sur Terre. Il y a plus de 30 000 espèces connues en Australie et bien d'autres encore à découvrir. Les estimations prudentes des coléoptères dans le monde sont de 350 000 espèces. Les coléoptères peuvent varier en taille, de minuscules, à peine une fraction de millimètre, à énormes, 160 millimètres de long. Leur nombre, leur diversité et leur beauté en font un animal souvent aperçu.

Les coléoptères appartiennent à l'ordre Coleptera, ce qui signifie « ailes à gaine » ?

Comme presque tous les insectes, les coléoptères ont 3 parties du corps : une tête, un thorax et un abdomen. ils ont 3 paires de pattes et 2 paires d'ailes. Les ailes antérieures des coléoptères sont durcies en gaine comme des enveloppes protectrices appelées élytres qui protègent leurs délicates ailes postérieures.

L'exosquelette résistant des coléoptères empêche la perte d'eau, leur permettant de vivre dans presque tous les environnements. Ils peuvent être trouvés sur les montagnes couvertes de neige, dans les déserts durs, les grottes sombres profondes, les sources chaudes, sous l'eau, les arrière-cours et les environnements urbains.

Tous les coléoptères ont un cycle de vie qui comprend un stade de larve, de nymphe et d'adulte.

Vérifiez combien de ces coléoptères vous avez rencontrés.

Charançon de Botany Bay

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Image : Bruce Hulbert
&copier Bruce Hulbert

Communément connu sous le nom de Botany bay ou charançon du diamant, Chrysolopus spectabilis, a été collecté par Joseph Banks lors de son voyage avec le capitaine Cook et a été le premier insecte à être scientifiquement décrit et nommé d'Australie. On le trouve couramment sur les caroncules dans les forêts et les forêts côtières où les adultes se nourrissent du feuillage.

Scarabée de Noël

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Image: Stanley Breeden
&copier le musée australien

Scarabée de Noël, Anoplognathus sp., sont souvent vues comme leur nom l'indique, à la fin de l'année de novembre à janvier. Les adultes se nourrissent à la fois du feuillage des gommiers jeunes et matures, tandis que les larves se nourrissent sous terre de la matière organique et des racines des graminées. Les femelles accouplées s'enfouissent de 5 à 10 centimètres dans le sol pour pondre environ 40 œufs dans de petites cavités. Ces coléoptères viennent dans une gamme de couleurs selon les espèces et ont généralement un éclat métallique ou vert ou doré sur leur corps.

Découvrez la merveilleuse diversité des coléoptères les plus célèbres d'Australie avec l'application mobile gratuite du musée australien - application iOS Xmas Beetle ID Guide, application Android Xmas Beetle ID Guide développée par les entomologistes du musée australien, le Dr Chris Reid et Mike Burleigh.

Coléoptère violoniste

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Les coléoptères violonistes, Eupoecila australasie, tirent leur nom des motifs sur le corps ressemblant à ceux d'un violon ou d'un violon. On peut les trouver en train de se nourrir de nectar de fleurs et de pollen de gommiers en fleurs et d'autres arbres indigènes, ainsi que de fruits pourris pendant les mois d'été. Ce sont des insectes diurnes actifs, les femelles recherchent des zones où il y a du bois pourri, du paillis ou d'autres composts végétaux pour pondre leurs œufs qui éclosent en larves enroulées.

Le hanneton à fleurs tachetées, Neorrhina punctatum, (ci-dessous) est une espèce apparentée.

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Image : Peter Firus
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Scarabée de cow-boy

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Image : Bruce Hulbert
&copier Bruce Hulbert

Coléoptères de cow-boy, Chondropyga dorsalis, sont relativement communs dans l'est de l'Australie. Présents dans les forêts sèches, les bois et les zones suburbaines, ils sont plus fréquents dans les zones côtières. Ces coléoptères brun orangé à brun moyen ont une large bande noire au milieu du thorax et de l'abdomen, les motifs sont de forme et de taille variables. Les femelles sont légèrement plus grandes que les mâles et les adultes émergent de leur cellule nymphale au début de l'été dans tous les États et territoires de l'Est.

Un indigène australien, le coléoptère de cow-boy communément appelé, est une espèce de scarabée. Ils ne sont pas dangereux et ne sont même pas considérés comme nuisibles. Les larves se nourrissent de bois mort et en décomposition et les adultes se nourrissent de nectar.

On nous demande souvent d'identifier les larves et les adultes de ce coléoptère indigène commun.

Dans un pot de fleurs, cette espèce au stade de larve de son cycle de vie entraînera une réduction de la croissance de vos plantes car elles mangeront les racines et seront assez destructrices. La femelle adulte est attirée par la matière organique du terreau et y pondra ses œufs. Les œufs se nymphosent sous terre. Les gros vers blancs en forme de C se nourriront ensuite de bois en décomposition en utilisant de solides pièces buccales sur sa petite tête orange.

Dans un lit de jardin, ce serait bien, mais dans un pot, ces larves mangent toute la nourriture et commencent ensuite sur les racines. Vous remarquerez que le sol en pot semblera retourné. En termes de contrôle, si les pots sont de taille convenable, versez tout le contenu de la plante sur une grande feuille ou un plateau en plastique. Gardez de côté toutes les plantes en tas. Triez ensuite le sol et ramassez toutes les larves (relâchez-les dans une section de votre jardin pour qu'elles émergent sous forme de coléoptères). Replacez le tout dans le pot et replantez. Vous serez étonné de la croissance soudaine car les larves auront décomposé tout le terreau, ce qui en fera un aliment idéal pour les plantes et maintenant les racines des plantes peuvent repousser.


L'hôte le plus commun dans les Black Hills est le pin ponderosa. Cet arbre est présent sur plus d'un million d'acres de forêts dans l'ouest du Dakota du Sud. Le pin ponderosa est également largement planté dans les brise-vent et les paysages. Le pin ponderosa peut être séparé des autres pins par ses faisceaux d'aiguilles en deux et trois (la plupart des autres pins auront des aiguilles en faisceaux de seulement deux ou de trois). Les aiguilles mesurent généralement de 5 à 11 pouces de long.

Le pin tordu, le pin à sucre et le pin blanc de l'Ouest, bien que beaucoup plus répandus dans les États de l'Ouest, sont également sensibles partout où ils se trouvent. Les pins que nous utilisons fréquemment dans le paysage ornemental, le pin sylvestre et le pin d'Autriche, ne sont généralement pas des hôtes en raison de leur petite taille et de leur distance par rapport aux infestations de dendroctone du pin ponderosa. Cependant, ces arbres sont très sensibles aux attaques et les grands arbres près des infestations sont vulnérables. L'épicéa, le sapin ou le douglas peuvent être attaqués s'ils se trouvent à proximité d'infestations, mais ces attaques réussissent rarement.


Identifier ce coléoptère du Bangladesh - Biologie

Oryctes rhinocéros (L.), le scarabée rhinocéros du cocotier, est une espèce nuisible présente dans de nombreuses régions tropicales du monde. Les adultes peuvent causer des dégâts considérables aux palmiers sauvages et de plantation d'importance économique.

Figure 1. Paume endommagée par Oryctes rhinocéros. Photographie de Mark Benavente.

Oryctes rhinocéros est l'un des insectes les plus nuisibles aux palmiers en Asie et dans les îles du Pacifique. Les adultes mangent les feuilles et s'enfouissent dans la couronne, ce qui retarde le développement de la plante (Giblin-Davis 2001).

Distribution (Retour en haut)

Oryctes rhinocéros est originaire d'Asie, entre l'Inde et l'Indonésie. Il s'est depuis propagé au Yémen, à la Réunion et à Hawaï. Tout au long de cette distribution, le scarabée rhinocéros du cocotier est le plus étroitement associé à sa plante hôte préférée, Cocos nucifera L., le cocotier (Hinckley 1973).

Figure 2. Distribution de Oryctes rhinocéros, sur la base des enregistrements de distribution publiés. Image de Mike Dornberg, Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Division of Plant Industry.

Description (Retour en haut)

Même si Oryctes rhinocéros se trouve dans plusieurs régions du monde, sa forme, sa taille et sa couleur sont généralement cohérentes (Manjeri et al. 2013). Les coléoptères adultes mesurent de 1,2 à 2,5 pouces de longueur (3,0 à 6,3 cm) et sont brun foncé ou noirs. La surface ventrale (inférieure) des mâles et des femelles a des poils brun rougeâtre, mais la femelle a un groupement flou de ces poils à l'extrémité de l'abdomen. Les mâles et les femelles possèdent une corne de taille similaire utilisée comme levier lorsqu'ils se déplacent dans des feuilles serrées ou dans les cavités qu'elles créent dans la couronne des palmiers, la longueur de la corne est en moyenne plus longue pour les mâles (Doane 1913).

Figure 3. Femelle (gauche) et mâle (droite) Oryctes rhinocéros. Sur cette photo, la tête de la femelle est relevée tandis que la tête du mâle est abaissée, ce qui montre une différence exagérée de longueur de corne. Photographie de Mike Dornberg, Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Division of Plant Industry.

Oryctes rhinocéros les larves (vers) sont blanc laiteux avec des têtes rouges. Le corps est en forme de C, a trois paires de pattes segmentées et est grisâtre postérieurement. Au cours de trois stades, ou phases entre les mues, ils atteignent 4,0 pouces de long (10,0 cm).

Figure 4. Oryctes rhinocéros larve. Photographie d'Aubrey Moore, Université de Guam.

Biologie (Retour en haut)

Les femelles adultes déposent leurs œufs à l'intérieur des palmiers morts, du matériel végétal en décomposition, du sol à haute teneur en matière organique et, occasionnellement, des structures en bois (Manjeri et al. 2014). Au bout de 11 jours environ, les œufs éclosent en larves qui commencent à se nourrir de la matière organique environnante. Onze à 15 semaines plus tard, les larves auront grandi jusqu'à 16 fois et auront cessé de manger, après quoi elles entreront au stade nymphal et resteront immobiles pendant environ six semaines (Hickley 1973). À leur émergence, les adultes volent vers un nouvel arbre, se nourrissent et s'accouplent, s'accouplant parfois juste après leur première alimentation. Les adultes passent la plupart de leur temps à se nourrir de feuilles fraîches. Les femelles adultes vivent jusqu'à neuf mois, période au cours de laquelle elles peuvent pondre jusqu'à 100 œufs. Ainsi, une descendance adulte peut être présente avec la mère et la population se compose de générations qui se chevauchent (Manjeri et al. 2014).

Plusieurs générations qui se chevauchent sont courantes dans des conditions favorables, par ex. lorsqu'aucune diapause n'est nécessaire. Étant donné que les noix de coco se produisent dans des régions où il n'y a pas de saison froide et une saison sèche minimale, les coléoptères peuvent être actifs et reproducteurs tout au long de l'année.

Plantes hôtes (Retour en haut)

Comme pour de nombreux coléoptères, les adultes et les larves ont des préférences alimentaires différentes. Dans le cas d Oryctes rhinocéros, les dommages aux plantes sont causés par les adultes (en particulier les jeunes adultes) et non par les larves, qui se nourrissent de matériel déjà en décomposition (Giblin-Davis 2001).

Les larves vivent dans des matières en décomposition, notamment : Cocos nucifera, Artocarpe sp. (fruit à pain), Calophyllum inophyllum (Laurier d'Alexandrie), Mangifera sp. (mangue), et Pandanus sp. (Gressitt 1953).

Les adultes sont un ravageur majeur de Cocos nucifera (cocotier) et Elaeis guineensis (Palmier à huile africain) (Giblin-Davis 2001) mais sont un ravageur mineur de nombreux autres palmiers et espèces végétales. En se nourrissant de feuilles saines, Oryctes rhinocéros provoque des dommages physiques qui peuvent retarder la croissance et conduire à des infections secondaires causées par des bactéries ou des champignons (Hinckley 1973).

Les espèces végétales hôtes mineures comprennent :

Acanthophoenix rubra (palmier barbelé) Corypha umbraculifera (palmier talipot) Pandanus tectorius (pin tahitien)
Agave sisalana (agave sisal) Corypha utan (palmier buri) Phoenix dactylifera (palmier dattier)
Agave américain (agave américain) Cyathea sp. (fougère arborescente) Phénix sylvestre (palmier dattier sauvage)
Aiphane horrida (paume à volants) Album de dictyospermes (paume rouge) Pinanga sp.
Ananas comosus (ananas) Dypsis pinnatifrons Pinanga insignes
Areca sp. (palmier d'arec) Hétérospathe elata var. palauensis Pritchardia pacifica (Palmier des Fidji)
Arec catchu (palmier à noix de bétel) Hydriastele palauensis Raphia farinifera (raphia palmier)
Arenga sp. (palmier arenga) Hyophorbe lagenicaulis (palmier bouteille) Raphia vinifera (palmier bambou)
Arenga pinnata (palme à sucre) Latanie sp. Roystonea regia (palmier royal)
Borassus sp. (palmier borassus) Livistona chinensis (Palmier éventail chinois) Saccharum sp. (canne à sucre)
Borassus flabellifer (palmier palmyre) Metroxylon amicarum (Caroline ivoire-noix de palme) Syagrus romanzoffiana (reine palme)
Urens caryotes (palmier à queue de poisson) Metroxylon sagu (palmier sagoutier) Thrinax sp. (palmier de chaume)
Casuarina equisetifolia (pin d'Australie) Moussa sp. (banane) Verschaffeltia splendide (palmier échasse des Seychelles)
Clinostigma samoense Normanbya sp. Wodyetia bifurcata (palmier sétaire)
Colocasia sp. (taro) Nypa fruticans (palmier nipa)
Coryphe sp. (palmier gebang) Oncosperma sp.


(Gressitt 1953 Levier 1969 Elfers 1988 Giblin-Davis 2001 Quitugua 2010)

Importance économique (Retour en haut)

Malaisie: Adulte Oryctes rhinocéros couper à travers les feuilles et percer des trous dans les couronnes des palmiers. Les dommages sont exacerbés par la tendance des coléoptères à se regrouper. La perte de production dans les plantations en Malaisie a atteint en moyenne 40 %, mais a atteint 92 % (Manjeri et al. 2013).

Paulau : Oryctes rhinocéros a été trouvé à Palau en 1942 et a causé une mortalité globale des arbres de 50 % (Gressitt 1953).

Guam et Hawaï : En 2007 Oryctes rhinocéros a été déclaré établi à Guam. En 2012, le cocotier était le deuxième arbre le plus abondant de Guam (Moore 2012). Moore (2007) avait précédemment conclu que « le transport accidentel d'autres scarabées de Guam à Hawaï est bien documenté ». En 2013, le scarabée rhinocéros du cocotier a été trouvé à Hawaï (Hara 2014).

Amérique du Nord: Le scarabée rhinocéros du cocotier n'est pas établi sur le continent américain, cependant, le risque de transport accidentel demeure dans notre monde de plus en plus connecté. Si vous pensez avoir trouvé ce coléoptère, contactez immédiatement votre agence d'État locale. En Floride, contactez le Florida Department of Agriculture and Consumer Services 1-800-HELP-FLA (1-800-436-7352).

Gestion et contrôle (Retour en haut)

La détection peut être difficile en raison de l'activité nocturne du coléoptère et de sa résidence dans les arbres. Des signes visuels tels que des trous percés à la base des feuilles et des dommages causés par l'alimentation en forme de V aident à localiser ce coléoptère. Récemment, la détection acoustique a été utilisée pour trouver Oryctes rhinocéros dans des palmiers vivants et morts à Guam (Mankin et Moore 2010). Une fois détecté, la gestion et le contrôle sont nécessaires pour atténuer l'impact économique d'une infestation de dendroctones.

Figure 5. Dommages typiques en forme de V aux feuilles de cocotier par Oryctes rhinocéros. Photographie de Ben Quichocho, USDA-APHIS.

Contrôler: Le contrôle historique des ravageurs du scarabée a inclus des produits chimiques et des biopesticides, le contrôle biologique (prédateurs, parasitoïdes et agents pathogènes) et le piégeage avec des leurres (Jackson et Klein 2006). Les pièges pour le scarabée rhinocéros de la noix de coco contiennent du 4-méthyloctanoate, une phéromone d'agrégation produite par le scarabée mâle. Dans les gîtes larvaires, le champignon Metarhizium anisopliae peut être appliqué pour le contrôle larvaire et est distribué par les adultes. Ce champignon agit comme un biopesticide sur les stades immatures du coléoptère (Bedford (2014).

Virus du genre Nudivirus ont également été associés à Oryctes rhinocéros et peuvent jouer un rôle dans le contrôle du coléoptère dans les régions où ils sont envahissants (Bedford 2014). Infection par Oryctes rhinocéros le nudivirus se déforme et peut tuer les larves, et entrave la ponte des femelles (Bedford 2014). Cependant, le nudivirus peut nuire à d'autres espèces et genres de scarabées. En Corée, les agriculteurs de Dichotome à allomyrine (scarabée rhinocéros japonais) sont confrontés à une catastrophe potentielle si le nudivirus infectait leurs populations, qui se composent de centaines de larves cultivées ensemble dans de grands récipients en plastique. Ces coléoptères sont cultivés pour être vendus comme animaux de compagnie et pour être utilisés dans les jeux d'argent. Le résultat d'une étude coréenne dans laquelle Dichotome à allomyrine les larves ont été infectées par le nudivirus était que 60% sont morts en six semaines. On craint également que le nudivirus puisse être transmis aux populations sauvages de Dichotome à allomyrine. Rien n'indique clairement que le Oryctes rhinocéros le nudivirus est le principal agent pathogène responsable des pertes de Dichotome à allomyrine en Corée et des tests sont en cours (Lee et al. 2015).

La gestion: La gestion du scarabée rhinocéros du cocotier consiste à éliminer ou à détruire les matières organiques qui soutiennent le développement des larves, telles que les troncs et les souches en décomposition, à éliminer les palmiers morts et à éliminer les tas de feuilles et d'herbe (Schmaedick 2005). Une étude sur le brûlage des troncs abattus et en décomposition des palmiers à huile a montré que seul le brûlage partiel des sites est inefficace pour gérer les niveaux de population de Oryctes rhinocéros (Abidin et al. 2014).

Références sélectionnées (Retour en haut)

  • Abidin CMRZ, Ahmad AH, Salim H, Hamid NH. 2014. Dynamique de la population de Oryctes rhinocéros en décomposition des troncs de palmiers à huile dans les zones pratiquant le zéro brûlage et le brûlage partiel. Journal of Oil Palm Research 26 : 140-145.
  • Bedford ALLER. 2014. Avancées dans la lutte contre le scarabée rhinocéros, Oryctes rhinocéros dans le palmier à huile. Journal of Oil Palm Research 26 : 183-194.
  • Doane RW. 1913. Comment Oryctes rhinocéros, un scarabée dynastique, utilise sa corne. Science, Nouvelle Série 38 : 883.
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  • Schmaedick M. 2005. Scarabée rhinocéros de la noix de coco. American Samoa Community College Community & Natural Resources Cooperative Research. Ravageurs et maladies des Samoa américaines numéro 8.

Auteur : Mike Dornberg, Division of Plant Industry, Florida Department of Agriculture and Consumer Services
Photographies : Mark Benavente, Mike Dornberg, Division of Plant Industry, Aubrey Moore, University of Guam, Ben Quichocho, United States Department of Agriculture, Animal and Plant Health Inspection Service.
Graphiques : Mike Dornberg, Division de l'industrie végétale
Numéro de publication : EENY-629
Date de parution : juillet 2015.

Une institution de l'égalité des chances
Éditeur et coordinateur des créatures en vedette : Dr. Elena Rhodes, Université de Floride


scarabée japonais, Popillia du Japon Newman, est un insecte envahissant aux États-Unis. Ce coléoptère a été découvert pour la première fois dans le New Jersey au début des années 1900 et s'est depuis propagé avec succès dans une grande partie de l'est des États-Unis. Dans son aire de répartition envahie, le scarabée japonais est devenu un insecte ravageur important du gazon en plaques et des plantes ornementales, horticoles et agricoles. L'importance du scarabée japonais augmente dans toutes les zones plus récemment infestées. Actuellement, les États-Unis sont le premier producteur mondial de maïs et de soja, la majeure partie de cette production se produisant dans le Midwest. En raison de l'activité récente du scarabée japonais dans le Midwest et de la capacité de cet insecte à blesser le soja et le maïs, cette revue se concentrera sur les informations pertinentes concernant l'identification et la biologie du scarabée japonais, ainsi que ses impacts et sa gestion dans le maïs et le soja.

scarabée japonais, Popillia du Japon Newman, est devenu un important insecte ravageur du gazon en plaques et des plantes ornementales, horticoles et agricoles dans l'est des États-Unis ( Potter et Held 2002). Le statut de ravageur du scarabée japonais est dû en partie à sa nature généraliste, se nourrissant de plus de 300 espèces végétales, ainsi qu'à sa capacité à former de grands regroupements ( Smith et Hadley 1926, Fleming 1972, Potter et Held 2002).

As larvae, Japanese beetles are destructive to turfgrass roots, including lawns, golf courses, and athletic fields ( Potter 1998, Vittum et al. 1999). Adults feed mainly on leaves of plants, eating between the veins and leaving a characteristic skeletonized appearance. Once established, Japanese beetles can be a difficult and expensive insect pest to control, estimated at approximately $450 million each year in the United States for turfgrass management alone ( USDA-NASS 2016). The significance of this invasive species in the Midwestern United States is increasing ( Hudson 2017, Severson 2017), as modeling shows suitable climate space for Japanese beetle remains unoccupied in the area ( Zhu et al. 2017).

The United States is the world’s top producer of both corn, Zea mays L. (Poales: Poaceae) and soybean, Glycine max (L.) Merr. (Fabales: Fabaceae), yielding 14.6 and 4.39 billion bushels, respectively, in 2017, with most of this production occurring in the Midwest ( USDA-NASS 2018). Due to recent activity of Japanese beetle in the Midwest and this insect’s potential to injure soybean and corn ( Hammond 1994, Edwards 1999), this review will focus on relevant information regarding its identification and biology, and its impacts and management in corn and soybean.

History and Current Distribution in the United States

Japanese beetle is native to northern Japan ( Fleming 1976), where it is considered a minor agricultural pest due to the combination of coevolved natural enemies and unsuitable terrain for larval development ( Clausen et al. 1927). In the United States, Japanese beetle was first found in 1916 at a nursery near Riverton, New Jersey and is speculated to have arrived via imported rhizomes of Japanese iris, Iris ensata Pouce. (Asparagales: Iridaceae) ( Dickerson and Weiss 1918). Since its discovery, the beetle spread westward across the country with great success, presumably due to favorable groundcover, such as turfgrass, for larval development, adequate rainfall and human-assisted movement ( Potter and Held 2002). Currently, Japanese beetle is considered established in 28 states and five Canadian provinces, with six other states partially infested ( CFIA 2016, USDA-APHIS 2018 Fig. 1).

Map of Japanese beetle distribution in the United States as of 2018 and Canada as of 2016. Graphic by Hailey Shanovich, adapted from CFIA 2016 and USDA-APHIS 2018.

Map of Japanese beetle distribution in the United States as of 2018 and Canada as of 2016. Graphic by Hailey Shanovich, adapted from CFIA 2016 and USDA-APHIS 2018.

Identification

Newly deposited eggs are laid singly and can be generally found at a depth of up to 4 inches (10 cm) ( Dalthorp et al. 2000). Eggs vary slightly in size and shape. Most often, eggs are spherical with a diameter of 1 /16 inch (1.5 mm), but they can be elliptical, measuring 1 /16 inch (1.5 mm) long and < 1 /16 inch (1 mm) wide. Color ranges from translucent to creamy white ( Fig. 2a) ( EMPPO 2006, USDA-APHIS 2015).

Life cycle of the Japanese beetle, including (a) eggs David Cappaert, Michigan State University, www.forestryimages.org, (b) larvae (grubs) David Cappaert, Michigan State University, Bugwood.org, (c) pupa(USDA-APHIS), and (d) adult (Theresa Cira, University of Minnesota).

Life cycle of the Japanese beetle, including (a) eggs David Cappaert, Michigan State University, www.forestryimages.org, (b) larvae (grubs) David Cappaert, Michigan State University, Bugwood.org, (c) pupa(USDA-APHIS), and (d) adult (Theresa Cira, University of Minnesota).

Larves

Larvae are C-shaped white grubs with a yellowish-brown head ( Fig. 2b). Larvae have chewing mouthparts, three pairs of thoracic legs, and 10 abdominal segments ( EMPPO 2006). The bodies of the larvae are covered with brown hairs concentrated on the dorsal (top) side and at the tip of the abdomen ( Potter et al. 2006). The ventral (bottom) side of the last abdominal segment bears two diagnostic V-shaped rows of six or seven spine-like hairs, which may be used to distinguish larvae of this species from other scarab species ( Sim 1934 Fig. 3). There are three larval stages (or instars) of Japanese beetle. Newly-hatched larvae, or first instars, are up to 1 /8 inch (3 mm) long, while fully-grown larvae, or third instars, are about 1 3 /16 inches (30 mm) long ( Isaacs et al. 2003). The second and third instars can be distinguished by head capsule size. The second instar’s head capsule is about ½ inch (1.2 mm) long and ¾ inch (1.9 mm) wide, while that of the third instar is 5 /64 inch (2.1 mm) long and 1 /8 inch (3.1 mm) wide ( EMPPO 2006).

Spines on the tip abdomen are important for white grub diagnostics, (a) as shown here (John C. French Sr., Retired, Universities: Auburn, GA, Clemson and U of MO, Bugwood.org) (b) Japanese beetle grubs have spines in a characteristic V-shaped pattern (Jeff Hahn and Hailey Shanovich, University of Minnesota) (c) Northern masked chafers have an irregular pattern of spines (Mike Reding and Betsy Anderson, USDA-ARS) and (d) May/June beetles have a zipper-like arrangement of spines (Jeff Hahn and Hailey Shanovich University of Minnesota).

Spines on the tip abdomen are important for white grub diagnostics, (a) as shown here (John C. French Sr., Retired, Universities: Auburn, GA, Clemson and U of MO, Bugwood.org) (b) Japanese beetle grubs have spines in a characteristic V-shaped pattern (Jeff Hahn and Hailey Shanovich, University of Minnesota) (c) Northern masked chafers have an irregular pattern of spines (Mike Reding and Betsy Anderson, USDA-ARS) and (d) May/June beetles have a zipper-like arrangement of spines (Jeff Hahn and Hailey Shanovich University of Minnesota).

Pupae

Pupae are exarate (having legs that are not held closely to the body and resembling the adult). Body color ranges from cream to tan and eventually metallic-green just before adult emergence ( Fig. 2c). The pupae are about ½ inch (14 mm) long and ¼ inch (7 mm) wide ( EMPPO 2006).

Adults

Adult Japanese beetles have brightly colored metallic-green bodies with coppery-bronze elytra (i.e., wing coverings) ( Fig. 2d). Along the sides of the body are tufts of white setae (hair) and two spots of white setae on the back end. Their bodies are oval in shape and vary in size from 5 /16 to 7 /16 inch (8 to 11 mm) long and 13 /64 to ¼ inch (5 to 7 mm) wide ( Hammond 1994, Edwards 1999). The females are generally larger than the males ( USDA-APHIS 2015). Males and females can be differentiated from each other by the shape of the tibia (part of the leg) and tarsus (foot) on the pair of legs nearest the head ( Fig. 4a). Males have more sharply-pointed tibial spurs and shorter tarsi than females ( Fig. 4b). Adults may be confused with other species of beetles that can co-occur on many of their host plants ( EMPPO 2006 Fig. 5).

Distinguishing tibial spines of Japanese beetle (a) males and (b) females. Photos by Tom Hillyer.

Distinguishing tibial spines of Japanese beetle (a) males and (b) females. Photos by Tom Hillyer.

Japanese beetle look-alikes, including (a) six-spotted tiger beetle (David Cappaert, Michigan State University, ipmimages.com) (b) dogbane beetle (David Cappaert, Michigan State University, ipmimages.com) (c) false Japanese beetle (Erin Hodgson) (d) northern masked chafer (Mike Reding and Betsy Anderson, USDA-ARS, ipmimages.com) (e) May beetle (Emmy Engasser, USDA-APHIS PPQ, ipmimages.com) (f) shiny leaf chafer (Whitney Cranshaw, Colorado State University) and (g) June beetle (Steven Katovich, USDA Forest Service, ipmimages.com).

Japanese beetle look-alikes, including (a) six-spotted tiger beetle (David Cappaert, Michigan State University, ipmimages.com) (b) dogbane beetle (David Cappaert, Michigan State University, ipmimages.com) (c) false Japanese beetle (Erin Hodgson) (d) northern masked chafer (Mike Reding and Betsy Anderson, USDA-ARS, ipmimages.com) (e) May beetle (Emmy Engasser, USDA-APHIS PPQ, ipmimages.com) (f) shiny leaf chafer (Whitney Cranshaw, Colorado State University) and (g) June beetle (Steven Katovich, USDA Forest Service, ipmimages.com).

La biologie

Seasonal Biology and Reproduction

Throughout most of its range in the United States, Japanese beetle has an annual life cycle (one generation per year). In the Midwest, adults begin emerging from the soil in mid-to-late June to early July ( Hammond 1994, Edwards 1999, Hodgson 2018, MDA 2018), with females probably emerging a few days earlier than males ( Van Timmerman et al. 2001). Emerging females carry an average of 20 mature eggs and are thought to release a sex pheromone, (Z)-5-(1-decenyl)dihydro-2(3H)-furanone, to attract males, mate and lay eggs before initiating feeding ( Tumlinson et al. 1977, Ishida and Leal 2008).

Following the initial oviposition, females fly to host plants and begin feeding ( Barrows and Gordh 1978). Throughout their adult lifespan of 4 to 6 wk, females will continually alternate between feeding, mating and ovipositing eggs. They will enter the soil a dozen or more times, laying up to 60 individual eggs ( Fleming 1972). If the host-plant females are feeding on is adjacent to a suitable oviposition site, the females will usually lay eggs there ( Gould 1963, Fleming 1972) otherwise, they will disperse to more suitable sites ( Régnière et al. 1983). Sites with short grass cover ( Hawley 1944, Smitley 1996, Szendrei and Isaacs 2005, Wood et al. 2009) along with high soil moisture, moderate soil texture ( Allsopp et al. 1992), low organic matter content ( Dalthorp et al. 2000), and sunlight ( Dalthorp et al. 1999) are preferred by females for oviposition, although eggs may also be laid within crop fields, with soybean seemingly preferred to corn ( Gould 1963, Hammond 1994, Edwards 1999). In addition, tillage practices ( Smith et al. 1988) influence the number of eggs laid by females in crop fields, with higher densities in reduced-tillage systems ( Hammond and Stinner 1987), and determine the proximity of the oviposition site to the feeding site ( Régnière et al. 1983). Oviposition cues, therefore, are detected by females on the surface as well as within the soil, providing further indication of habitat suitability ( Szendrei and Isaacs 2005, 2006 Wood et al. 2009).

Eggs typically hatch within 10 to 14 d, and development of the first and second instars requires 2 to 3 wk and 1 wk, respectively, and larvae reach the third instar in autumn ( Fleming 1976). The larvae are restricted to feeding on plant roots and decaying vegetation wherever they hatch, due to their limited mobility through the soil ( Potter and Held 2002). Therefore, the adult female’s oviposition site selection is crucial for larval survival and determining subsequent populations, which can lead to patchy distributions with mean population densities low in some areas and high in others throughout a given landscape ( Dalthorp et al. 1999). The development and survival of newly hatched larvae are greatly dependent on soil moisture and temperature, with larvae being susceptible to extreme heat, cold, and drought ( Régnière et al. 1981, Petty et al. 2015). Third instars will feed into October and begin to move deeper into the soil profile, typically up to 6 inches below the soil surface, for overwintering ( Fleming 1976). Overwintering larvae are considered susceptible to freezing ( Fleming 1976). Diapause ends the following spring when soil temperatures in the upper 6 inches (15 cm) exceed 50°F (10°C), and grubs begin to move back upward in the soil profile to continue feeding for another 4 to 8 wk before pupating ( Vittum 1986). The pupal stage lasts 7 to 17 d and the newly-molted adults remain in the soil for another 2 to 14 d prior to emergence, which is also highly dependent on soil temperature ( Fleming 1976, Régnière et al. 1981).

Chemical Ecology and Host Suitability

Japanese beetle is a generalist herbivore that attacks foliage, flowers, and fruits of more than 300 wild and cultivated plant species in 79 families ( Fleming 1972 Ladd 1987b, 1989). Feeding on different species and/or cultivars of host plants can dramatically increase the longevity and fecundity of adults ( Ladd 1987a, Spicer et al. 1995). Despite its extreme generalist feeding, Japanese beetle shows distinct preferences for certain plant species, whereas other plant species are rarely or never fed upon.

Host-plant quality, characterized by levels of primary metabolites and presence of secondary metabolites, determines feeding by an insect ( Jaenike 1990, Bernays and Chapman 1994, Patton et al. 1997). With Japanese beetle, non-host plants are thought to be identified mainly by the presence of feeding deterrents rather than feeding stimulants in host plants ( Potter and Held 2002, Adesanya et al. 2016). This may also determine resistance in closely-related plants. However, specific mechanisms of resistance among varieties need more exploration. There is building evidence for Japanese beetles’ selectivity among varieties documented in soybean ( Chandrasena et al. 2012) grape, Vitis L. spp. (Vitales: Vitaceae) ( Gu and Pomper 2008, Hammons et al. 2010) Prunus L. spp. (Rosales: Rosaceae) ( Patton et al. 1997) Asian elm, Ulmus L. spp. (Rosales: Ulmaceae) ( Paluch et al. 2006) maple, Acer L. spp. (Sapindales: Sapindaceae) (Seagraves et al. 2013) and birch, Betula spp. (Fagales: Betulaceae) ( Gu et al. 2008). Specific secondary plant defense compounds have been identified as feeding deterrents for the Japanese beetle in tree fruit and are valuable for the development of cultivars but have not yet been identified or explored in field crops ( Fulcher et al. 1996, Patton et al. 1997). However, there have been a few resistance genes and quantitative trait loci identified that confer some resistance to Japanese beetle in soybean (reviewed in the management section) ( Yesudas et al. 2010).

Other factors are also known to influence the level of plant susceptibility to feeding by adult Japanese beetles, including flower color ( Fleming 1972) and the amount of sunlight the plant receives ( Potter et al. 1996 Rowe and Potter 1996, 2000). In addition, Japanese beetles tend to aggregate and feed most in the upper canopy of plants, defoliating them from the top down ( Rowe and Potter 1996). Therefore, Japanese beetle feeding tends to occur on full-sun plants with a top–down feeding pattern (Rowe and Potter 1996, 2000 Zavala et al. 2009), which may in part be due to the sugar content of upper leaves. Plants with higher amounts of sugar have been found to have greater damage from Japanese beetles than those with lower sugar concentrations ( Ladd 1986, Patton et al. 1997). Sugar concentrations vary considerably with levels of light and typically increase during the day therefore, sunlit plants experience higher natural sugar content ( Bernays and Chapman 1994), increasing their chance for attack.

It has been observed that Japanese beetle feeding aggregations are initiated by ‘pioneer’ females feeding on the leaves, with males joining later in the process, leading to later gregarious mating and feeding, causing damage to plants ( Kowles and Switzer 2011). Feeding-induced plant volatiles, not female sex pheromones, are thought to attract more beetles to the feeding aggregations on plants ( Ladd 1970 Loughrin et al. 1995, 1996a, 1996b, 1997, 1998). Feeding aggregations have also been found to be male-biased, which may be created by females leaving aggregations after a shorter period of time than males to oviposit and colonize new plants afterward ( Switzer et al. 2001, Tigreros and Switzer 2009, Kowles and Switzer 2011). However, both male and female beetles are thought to move around frequently, flying to nearby plants or to different locations on the same plant ( Fleming 1972), with one study estimating that about one-third of the beetles alighting on a tree left the tree during the same day ( Van Leeuwen 1932).

Impact on Crops

Because of their generalist nature, Japanese beetle adults frequently feed on many crops, and have the potential to damage corn and soybean ( Hammond 1994, Edwards 1999). In the Midwestern United States, Japanese beetle has not historically been an economically important pest. However, as they increase in number and expand their range in the Midwest, farmers may need to consider scouting and managing this emerging pest that can feed on a number of plant parts on various crop species. In soybean, for example, Japanese beetle has become an important member of the guild of defoliating pests ( Hammond 1994, Steffey 2015, Hurley and Mitchell 2016).

Japanese beetle adults are easily detected in the field because of their relatively large size, metallic-green color and characteristic damage to plants. In contrast, the inconspicuous soil-dwelling larvae, which feed on roots of short grass species, are not considered as much of a concern as the adults in crops ( Hammond 1994, Edwards 1999). Depending on the level of feeding, root damage can have effects on plant standability and water and nutrient uptake of seedlings ( Potter et al. 2006). Larvae are relatively immobile in the soil therefore, the level of damage depends on their location relative to the plant.

Injury to Corn

Japanese beetle adults are a sporadic pest of corn ( Edwards 1999). Although the adults can feed on corn leaves, the main concern is the clipping of silks ( Fig. 6), which can interfere with pollination, leading to ears with a reduced set of kernels ( Edwards 1999). Feeding on exposed kernels can happen but is also less of a concern ( Edwards 1999). Risk of infestation of cornfields is greater for fields following sod, cover crops, or soybean as soybean is thought to be more attractive for oviposition by females ( Gould 1963, Dewerff et al. 2019a). These environments present ideal conditions for oviposition for the overwintering generation. In addition, nearby soybean fields can serve as a source of Japanese beetles adults in corn ( Edwards 1999).

Japanese beetle injury to corn, including (a) early feeding and (b) severe silk clipping. Photos by Erin Hodgson.


Algae and Other Microorganisms

Volvox (green)Haematococcus (red colored)dinoflagellate (red, green, some multicolored)

Desmids (green)Spirogyra (green)

Anything green and stringy can be classified as an algae.

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Adult corn rootworm identification

Corn rootworm adult emergence is underway in Iowa. The three species of rootworm found in Iowa include the northern corn rootworm (NCR), southern corn rootworm (SCR), and western corn rootworm (WCR). Adults of all three species can be found until the first frost. Knowing how to distinguish the three species is important for making management decisions for future growing seasons.

Southern corn rootworm (left), western corn rootworm (middle), and northern corn rootworm (right). Photo courtesy of Adam J. Varenhorst.

Adult NCR adults are typically one solid color, but their coloration can range from light green to dark green. NCR are approximately 1/4 inch long and do not have markings on their hardened forewings.

Northern corn rootworm. Photo courtesy of Adam J. Varenhorst.

Though mated females lay eggs in cornfields, adult NCR will readily move to other plants. There is one generation of northern corn rootworm per year however, some NCR populations survive as eggs in the soil for multiple years. This characteristic is referred to as extended diapause, and is an adaptation to crop rotation. Injury to first-year corn by extended-diapause NCR occurs most commonly in the western two thirds of Iowa, but extended diapause may be found elsewhere Iowa.

Adult WCR are typically slightly larger than NCR and are yellow in color with three dark stripes running lengthwise on their hardened forewings. These stripes can vary from three distinct lines to one large stripe covering most of the forewing.

Western corn rootworm (the three on the right are males). Photo courtesy of Adam J. Varenhorst.

WCR females primarily lay eggs in cornfields, however there are instances where eggs are deposited in fields containing other crops. This is a resistance mechanism to crop rotation that is commonly referred to as the “soybean variant.” However, the rotation-resistant WCR can lay eggs in corn, soybean, oats, alfalfa, and winter wheat. Populations of rotation-resistant WCR are found in the eastern Corn Belt but remain rare in Iowa.

Adult SCR adults are bright yellow with 12 black spots on their hardened forewings. Sometimes this species is also known as twelve-spotted cucumber beetle. Their heads, legs, and antennae are always black. Adult SCR are the largest of the CRW species found in Iowa.

Southern corn rootworm. Photo courtesy of Adam J. Varenhorst.

SCR overwinter as adults in states to the south of Iowa, and then establish in Iowa each spring. Adults become active in the spring when temperatures exceed 70°F. After emerging, adult females lay their eggs near the base of corn stalks and larvae will feed on the corn roots. Both adult and larval SCR consume a wide variety of plants. Though SCR are commonly found in cornfields, they rarely cause economic injury to corn.


Click to visit the virtual dissection tool.

Open the virtual dissection to get started exploring the beetle. You will be able to use several tools to open, remove, and zoom in on many body parts. Follow along with our Dissection Activity.

Make sure to hover your cursor over all parts of the beetle so you don't miss anything. You can also "glue" the beetle back together to take a step back and explore a new area.


Honey Bees Make Honey … and Bread? | Deep Look

Bees pollinate an estimated 130 different varieties of fruit, flowers, nuts and vegetables in the United States alone. Farmers obviously depend on bees to pollinate crops, such as fruit and nuts, but in recent years thousands of bee colonies have disappeared. This could be a devastating issue for farmers. Can anything be done? Meet two Northern California researchers looking for ways to make sure we always have bees to pollinate our crops at http://www.kqed.org/quest/television/better-bees-super-bee-and-wild-bee.

Résumé de la leçon

  • Arthropods are the largest phylum in the animal kingdom. Most arthropods are insects. The phylum also includes spiders, centipedes, and crustaceans. The arthropod body consists of three segments with a hard exoskeleton and jointed appendages.
  • Insects are arthropods in the class Hexapoda. They are the most numerous organisms in the world. Most are terrestrial, and many are aerial. Insects have six legs and a pair of antennae for sensing chemicals. They also have several eyes and specialized mouthparts for feeding. Insects are the only invertebrates than can fly. Flight is the main reason for their success. Insects may live in large colonies and have complex social behaviors. Insects spread disease and destroy crops. However, they are essential for pollinating flowering plants.

Lesson Review Questions

Rappeler

1. Identify distinguishing traits of most arthropods.

2. What is molting? Why does it occur?

3. Name three arthropod head appendages and state their functions.

4. Describe two structures that allow arthropods to breathe air.

5. List several traits that characterize insects.

6. State two important advantages of flight in insects.

7. Give examples of insect behavior.

Appliquer les concepts

8. Assume you see a “bug” crawling over the ground. It has two body segments and lacks antennae. Which arthropod subphylum does the “bug” belong to? Explain your answer.

Think Critically

9. Present facts and a logical argument to support the following statement: Insects dominate life on Earth.

10. Relate form to function in the mouthparts of insects.

11. Explain why distinctive life stages and metamorphosis are helpful.

Points to Consider

The invertebrates described so far in this chapter are protostomes. They differ from the other major grouping of animals, the deuterostomes, in how their embryos develop. The next lesson describes invertebrates that are deuterostomes. These invertebrates are more closely related to vertebrates such as humans. Some of these invertebrates are even placed in the chordate phylum.


Voir la vidéo: Le coléoptère (Janvier 2023).