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5.1 : Protocole d'anatomie des plantes - Biologie

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Toutes les plantes à fleurs ont le même plan corporel général : racines, tiges, branches, feuilles, fleurs et fruits. Complétez le tableau ci-dessous en décrivant la fonction de chaque partie de la plante.

Partie de la plante

Fonction

Feuilles

Tiges et branches

Fleurs

Des fruits

Racines

Au cours des 140 à 180 millions d'années d'évolution des angiospermes, la sélection naturelle a entraîné de nombreuses variations différentes sur cette forme de base. et toutes les pièces ne sont pas là où vous pourriez vous attendre à ce qu'elles soient. Par exemple, une grande partie du stockage d'énergie souterrain d'une tulipe ne se trouve pas dans les racines comme la plupart des plantes, mais dans une tige souterraine entourée de feuilles charnues, un bulbe.

Les humains ont commencé à domestiquer les plantes il y a plus de 12 000 ans. Au cours de la domestication, les plantes (et les animaux) subissent une évolution par sélection, les agriculteurs choisissant quels individus de la population se reproduiront. Lorsque cette préférence humaine est l'environnement qui exerce une force sélective sur une population, on appelle cette sélection "selection artificielle". En permettant uniquement aux plantes ayant des caractéristiques que nous apprécions, comme des fruits plus gros et plus sucrés, de se reproduire, les humains, comme la nature, ont provoqué de nombreux changements dans la forme des plantes.

Dans le laboratoire d'aujourd'hui, votre objectif est d'identifier quelle partie (racine, tige, feuille, fleur ou fruit) d'une plante domestiquée nous mangeons. Avant de commencer, il sera utile de revoir la structure des fleurs et la signification du mot « fruit ».

Étiquetez les parties d'une fleur dans le diagramme ci-dessous.

Quelle partie de la fleur devient un fruit ?

Comment savoir si un organe végétal est un fruit ?

Parfois, un organe végétal qui est biologiquement un fruit est appelé « légume » dans l'anglais de tous les jours. En effet, ces fruits contiennent moins de sucre fructose et sont utilisés dans la cuisine salée plutôt que sucrée. Pouvez-vous penser à deux fruits appelés légumes?

Votre professeur vous fournira plusieurs aliments et légumes à examiner. Dans le tableau ci-dessous, notez à quelle partie de la plante se trouve chacun de ces éléments, quelles preuves vous avez utilisées pour tirer cette conclusion et s'il s'agit d'un fruit ou d'un légume en anglais courant. Il sera utile de se référer aux figures et au tableau des pages 1 et 2 et de se demander : « Comment puis-je savoir si cette partie de la plante est une racine/tige/feuille etc. » Si vous avez des preuves contradictoires, qu'auriez-vous besoin de savoir d'autre pour prendre votre décision ?

Nom

Partie de la plante

Preuve/Informations complémentaires

Est-ce que cela s'appelle un fruit ou un légume dans l'anglais de tous les jours ?


Biologie des cellules végétales

La section de biologie des cellules végétales publie des recherches d'actualité sous divers formats : articles originaux, critiques, protocoles, rapports de réunion et commentaires/articles d'opinion sur de nouvelles recherches. Le principal critère de publication est la nouveauté et l'importance de la recherche sur les plantes pour la communauté scientifique au sens large. Tous les articles sont en libre accès et les premières décisions sont prises en 15 jours environ. Nous encourageons particulièrement les soumissions de chercheurs en début de carrière (nouveaux chercheurs et post-doctorants) en tant qu'auteurs principaux visant à soutenir leur transition vers l'indépendance. Notre section couvre un large éventail de sujets dans le domaine de la biologie cellulaire et leur impact à plusieurs échelles (des molécules aux cellules, tissus, organes et en physiologie végétale, anatomie, réponses, etc.).

Nous accueillons les articles avec une orientation fondamentale ou appliquée, utilisant à la fois des organismes modèles ou non-modèles. Nous nous intéressons particulièrement aux approches multidisciplinaires, reliant la physique, les mathématiques ou les approches informatiques (biologie des systèmes) appliquées pour comprendre les processus au niveau cellulaire et leurs connexions avec des organes entiers, les comportements des organismes et les interactions multi-organismes. Les propositions de numéros spéciaux présentant un intérêt scientifique particulier seront également examinées.

En particulier, mais pas exclusivement, cette section invite les contributions qui rendent compte de :

  • Structures et fonction des cellules végétales
  • Processus moléculaires à la base de la fonction cellulaire
  • Communication de cellule à cellule et signalisation intercellulaire
  • Communication inter-organelle et signalisation intracellulaire
  • Biophysique cellulaire et biomécanique
  • Biochimie cellulaire
  • Ingénierie des organites et des structures cellulaires
  • Facteurs environnementaux et voies de signalisation affectant les fonctions cellulaires
  • Évolution et adaptations des structures et fonctions cellulaires
  • Processus cellulaires dans les interactions plante&ndashmicrobe
  • Ingénierie d'une cellule végétale et de ses procédés
  • Approches de biologie synthétique et
  • Approches informatiques pour étudier la fonction, le développement et le comportement des cellules en réponse à des signaux environnementaux

Dr Yoselin Benitez-Alfonso
Rédacteur en chef de rubrique


Comment déterminer l'indice plastochrone ? | Les plantes

Cet article vous guidera sur la façon de déterminer l'indice plastochrone.

Le plastochron est défini comme l'intervalle de temps entre la formation d'un primordium foliaire et l'initiation du primordium foliaire suivant.

Le plastochron est une mesure du développement et est exprimé sous la forme d'un ‘plastochron index’. L'indice indique l'état de développement de chaque feuille et relie l'observation au temps. L'indice de développement est l'âge plastochrone d'une pousse. L'indice Plastochron (P. I.) peut également être défini comme une mesure de la croissance des plantes et est utilisé pour déterminer le taux de croissance en fonction de l'initiation des primordiums foliaires successifs.

L'indice Plastochron fournit une échelle de temps morphologique plutôt que l'âge chronologique dans les études relatives au développement morphologique et physiologique d'une plante entière ou d'un organe végétal. De même, Leaf Plastochron Index (L. P. I.) fournit une échelle de temps morphologique plutôt que chronologique dans les études relatives au développement morphologique et physiologique d'une feuille.

Dans les études sur le développement, le plastochron est utilisé comme unité d'échelle de développement. On observe que des feuilles morphologiquement similaires peuvent avoir un âge chronologique assez différent, tandis que des feuilles d'âge chronologique similaire peuvent également avoir des stades de développement assez différents. Des feuilles du même âge plastochrone révèlent une morphologie et un développement similaires.

Dans les études sur le développement, il s'agit de relier directement un aspect du développement de la feuille au temps. Lorsque l'aspect est le développement de la feuille, la longueur et la largeur sont mesurées par rapport au temps et la feuille reste intacte. L'aspect peut être le poids sec, le développement du tissu mésophylle, etc. et dans ce cas, la feuille doit être sacrifiée pour obtenir des données.

Dans ce type d'étude, il faut traiter de nombreux échantillons parallèles lorsque chacun est sacrifié à un moment donné pour les données requises. Ces échantillons parallèles doivent être du même plastochron parce que P. I. élimine la variation due au taux de croissance et crée une échelle linéaire pour mesurer le développement en fonction de la morphologie.

Pour l'étude des plastochrones, les plantes doivent être génétiquement uniformes, cultivées dans des conditions exactement contrôlées et en croissance végétative. La feuille de Xanthium est l'une des feuilles les plus étudiées parmi les dicotylédones utilisant P. I. & L. P. I. L'estimation de P. I. échoue lorsque la floraison est induite chez Xanthium.

L'indice Plastochron s'applique à la prise de vue. Il est donc très utile dans les études de développement dans lesquelles l'intérêt se concentre sur les caractéristiques de la pousse. La caractéristique peut être la vitesse du processus métabolique, la teneur en un constituant biochimique, le poids frais total ou le poids sec des pousses, etc. et ceux-ci peuvent être déterminés à différents stades de développement.

Le développement de l'apex des pousses chez Zea a été étudié à l'aide de P. I. Abbe et al. (1951) ont démontré l'augmentation progressive de la masse du méristème apical de Zea pendant la saison de croissance. Dans Hypericum, Zimmermann en 1928 a démontré des changements cycliques dans la zone du méristème apical et ces changements sont corrélés avec l'initiation de la feuille à l'aide de P. I.

Au cours d'un plastochron, l'apex de la pousse subit des changements dans sa morphologie et ce changement est appelé changement plastochrone (Fig. 25.1). L'apex de la pousse se présente sous la forme d'un petit monticule arrondi avant l'initiation d'un nouveau primordium de feuille. Au fur et à mesure que la croissance se poursuit, l'apex de la pousse s'élargit. Des contreforts foliaires ultérieurs sont initiés sur les côtés du méristème apical.

Un contrefort foliaire constitue la base d'une feuille et forme une proéminence latérale sur les côtés du méristème apical. Le primordium des feuilles pousse vers le haut à partir des contreforts foliaires. Après la formation d'un nouveau primordium de feuille, l'apex de la pousse redevient sous la forme d'un petit monticule arrondi. Au cours du changement plastochronique, le volume et la surface des apex des pousses changent également.

Les changements sont exprimés en phases d'aire minimale et en phases d'aire maximale. Plus tard, ces phases sont respectivement appelées phases minimales et phases maximales ou aire minimale et aire maximale. Les plantes suivantes conviennent à l'étude des changements plastochroniques dans les apex des pousses de dicotylédones à feuilles opposées – Coleus, Lonicera, Syringa etc.

L. P. I. est utilisé pour étudier le développement des feuilles. L. P. I. est également utilisé pour déterminer l'absorption d'oxygène, la teneur en chlorophylle et le poids frais des feuilles de Xanthium à divers stades de développement. Maksymowych (1956) a étudié l'histogenèse de la feuille de Xanthium en appliquant L. P. I. L'étude a révélé la relation entre l'activité du méristème marginal et le développement du mésophylle.

L'indice plastochrone est estimé de la manière suivante :

PI = Plastochron Index n = c'est le numéro de série de cette feuille, qui mesure 10 mm ou dépasse juste 10 mm de longueur (compté à partir de la base de la pousse) n + 1 = c'est la feuille suivante avec une longueur inférieure à 10 mm de longm = longueur de n feuille journal 10 = c'est la valeur de référence prédéterminée de longueur de feuille.

Plus précisément, une feuille est âgée de n plastochrons lorsque la feuille mesure 10 mm de longueur. La feuille n + 1 est âgée de n + 1 plastochrons lorsqu'elle mesure 10 mm de long et ainsi de suite. Mais il est rarement observé qu'une feuille mesure exactement 10 mm. Par exemple, la feuille 5, n, mesure 18 mm de long et la feuille 6, c'est-à-dire n + 1, mesure 5 mm de long à un moment donné.

Cela indique que la plante a plus de 5 plastochrons mais moins de 6 plastochrons. Dans ce cas, l'équation (1) est utilisée pour estimer l'indice plastochrone d'une plante par rapport à la feuille 5 à un instant donné. Les exemples 1, 2 et 3 illustrent la procédure pour estimer P. I. d'une pousse en mettant la valeur de longueur de deux feuilles successives dans l'équation (1).

La dérivation de l'indice plastochron pour le développement des pousses chez Xanthium est décrite ci-dessous.

La plante expérimentale était Xanthium italicum. Les graines ont été récoltées et laissées germer dans des pots. Le xanthium est une plante de jours courts, c'est-à-dire que la plante a besoin de 8 heures de lumière et 16 heures d'obscurité pour fleurir. Les plantes de jours courts peuvent être maintenues en croissance végétative en les traitant uniquement comme des plantes de jours longs/nuits courtes.

Les plantes de xanthium ont été conservées dans une serre éclairée. Les plantes de longue journée ont besoin de 16 heures d'éclairage par jour. La lumière a été fournie à Xanthium avant l'aube et le crépuscule de manière à ce que les plantes reçoivent 16 heures d'éclairage par jour. Ainsi, les plantes ont été maintenues strictement en croissance végétative. Environ 20 à 30 plantes ont été sélectionnées et chaque feuille de plantes a été mesurée quotidiennement du 8 juillet au 26 août 1952.

Seule la longueur d'une feuille avec pétiole a été mesurée. La mesure a été prise quotidiennement à heure fixe. La longueur de la feuille a été tracée de manière logarithmique en fonction du temps. Le graphique montre les courbes de croissance sigmoïde des feuilles. Cela signifie que la croissance des feuilles était exponentielle dans la partie précoce. D'après la courbe, il apparaît également que la relation entre le logarithme de la longueur des feuilles et le temps pour une plante était linéaire jusqu'à environ 70 mm de longueur des feuilles (Fig. 25.2).

À partir des données ci-dessus, Erickson et al. développé l'équation:

(1) Utilisation de xanthium. Consulter Erickson et al. et Maksymowych pour les détails de la dérivation de l'équation 1. Dans l'équation (1) La valeur de référence de la longueur des feuilles est de 10 mm, c'est-à-dire Log 10 à un moment donné.

Une longueur de dix millimètres est considérée pour :

(1) La longueur de 10 mm d'une feuille est suffisamment grande pour être mesurée avec précision

(2) La feuille peut être mesurée sans blesser l'apex de la pousse et

(3) La feuille de Xanthium de cet ordre croît de façon exponentielle.

Sur la figure 25.2, la valeur de référence de la longueur du vantail, c'est-à-dire 10 mm, est désignée par une ligne horizontale en pointillés. Dans la valeur de référence de la longueur des feuilles, le logarithme de n'importe quelle base peut être utilisé.

Ainsi, l'équation (1) peut être réécrite sous la forme :

P. I. = Plastochron Index n = numéro de série de la feuille qui est juste la valeur prédéterminée de la longueur de la feuille ou dépasse la valeur logLm = logarithme népérien de longueur de n feuille logLn+1 = logarithme népérien de la feuille suivante avec une longueur inférieure à la valeur prédéterminée de longueur de feuille et logL?? = la valeur de référence prédéterminée de la longueur du vantail.

L. P. I. est estimé selon la formule suivante : L. P. I. = P. I. – i où i = numéro de série de la i-ième feuille. L'exemple 4 illustre la procédure pour estimer le L.P.I. à partir des données obtenues à partir des exemples 1 à 3.

Dans les exemples, l'âge plastochrone de la plante entière est respectivement de 6,6.338 et 5.458. Dans l'exemple 2, l'âge de la feuille 5 en unité plastochrone peut être estimé de la manière suivante : indice plastochrone de la plante entière moins le numéro de feuille 5, c'est-à-dire LPI- = PI – 5 = 6,338-5 = 1,338.

L. P. I. a une valeur négative dans les primordiums foliaires qui prennent naissance à côté de la feuille de référence. Autrement dit, lorsqu'un primordium de feuille est plus court que la longueur de référence L.P.I. a une valeur négative et lorsque le primordium de feuille est plus long que la feuille de référence L.P.I. a une valeur positive.

Dans l'exemple 1, la valeur de référence de la longueur du vantail (L6) était de 10 mm. La L.P.I. est donc nulle. Dans l'exemple 2, L7 est plus courte que L6 et L5 est plus longue que L6. En conséquence, la L.P.I. pour L7 a une valeur négative et L5 a une valeur positive. Quelques données enregistrées par Erickson et al. pour formuler P. I. et L. P. I. est représenté dans le tableau 25.1.

Classiquement, un plastochron est défini comme la période entre les initiations de deux feuilles successives. Au sens large, il pourrait s'agir de la période entre les stades successifs d'initiation, de développement, de maturité ou de stade intermédiaire de développement de deux feuilles comme stade de référence.

Le but principal de l'étude du plastochron est d'obtenir de nombreuses feuilles ayant la même morphologie et le même développement. Lorsqu'une feuille est sacrifiée pour obtenir des données, l'autre feuille est prête à fournir des données si nécessaire. C'est parce que les feuilles du même âge plastochron croissent de façon exponentielle.


Renseignements à l'appui

S1 Fig. Billes magnétiques BOMB.

(A) Particules de noyau magnétique (voir annexe S1, protocole BOMB 1.1) en TEM. (B) Billes magnétiques recouvertes de silice (voir annexe S1, protocole BOMB 2.1) en SEM et TEM. (C) Billes magnétiques revêtues de carboxyle (voir annexe S1, protocole BOMB 3.1) en LM, avec et sans aimant appliqué. BOMB, Bio-On-Magnetic-Beads LM, microscopie optique SEM, microscopie électronique à balayage TEM, microscopie électronique à transmission.

S2 Fig. Nettoyage et exclusion de taille de l'ADN.

(A) Exclusion de taille de GeneRuler DNA Ladder Mix (Thermo) à l'aide de billes magnétiques recouvertes de silice (voir annexe S1, protocole BOMB 4.1). Différents volumes de BB par rapport au volume de l'échantillon ont été utilisés pour obtenir une exclusion de taille à titre de comparaison, 2 volumes de cBB ont été utilisés ou aucun tampon de liaison n'a été inclus (sans BB) (B) Exclusion de taille de GeneRuler DNA Ladder Mix utilisant un revêtement carboxyle billes magnétiques (voir annexe S1, protocole BOMB 4.2). Différents volumes de BB par rapport au volume de l'échantillon ont été utilisés pour obtenir une exclusion de taille à titre de comparaison, 3 volumes de cBB ont été utilisés ou aucune bille n'a été incluse (sans billes). (C) Récupération totale d'environ 6 g d'ADN plasmidique (entrée) à l'aide d'un kit commercial comprenant des colonnes remplies de silice (kit) ou de l'annexe S1, protocole BOMB 4.1 pour le nettoyage avec des billes recouvertes de silice (BOMB). Pour la liaison, soit cBB soit le BB décrit dans le protocole BOMB ci-dessus a été utilisé. Les barres d'erreur représentent l'écart type, m = 3. Les données sous-jacentes pour S2 Fig peuvent être trouvées dans S2 Data. BB, tampon de liaison BOMB, Bio-On-Magnetic-Beads cBB, tampon de liaison commercial.

S3 Fig. Optimisation et contrôle qualité du protocole BOMB 5.1 - Extraction du plasmide BOMB à partir de E. coli.

(A) Optimisation du volume de réaction et des médias. Une colonie a été prélevée et utilisée pour ensemencer une préculture de 5 ml contenant du milieu LB et de l'ampicilline. La culture a été incubée à 37 °C et 250 tr/min jusqu'à ce qu'une DO de 0,6 soit atteinte. 5 l de la préculture ont été utilisés pour inoculer différents volumes (0,5 ml, 1,0 ml, 1,5 ml et 2,0 ml) d'une variété de milieux de croissance LB, TB, SB, SOC et ZYM505, y compris l'antibiotique respectif) dans une plaque de culture à 96 puits de 2,2 ml (Sarstedt). La plaque a été scellée avec le couvercle d'une plaque de culture cellulaire à 6 puits, de sorte qu'un échange d'air décent était possible, et incubée à 37 °C et 250 tr/min pendant 22 heures. L'ADN plasmidique a ensuite été isolé avec l'annexe S1, protocole BOMB 5.1, et la concentration résultante (c [ng/μl]) a été déterminée. Les barres d'erreur représentent l'écart-type, m = 3. (B) Comparaison de l'ADN plasmidique commercialement purifié (kit) et de l'ADN extrait par BOMB (BOMB) avec (+) et sans (-) digestion par enzyme de restriction. MW : Mélange d'échelle d'ADN GeneRuler (Thermo Scientific). (C) Trace de séquençage exemplaire d'un plasmide extrait par BOMB via le séquençage de Sanger. Une longueur de lecture de séquençage d'au moins 800 à 1 000 pb est généralement observée. Les données sous-jacentes pour S3 Fig peuvent être trouvées dans S3 Data. BOMB, Bio-On-Magnetic-Beads LB, Luria-Bertani Broth TB, Terrific BrothSB, Super Broth SOC, Super Optimal Broth.

S4 Fig. Isolement d'ADN génomique à partir de divers tissus de lapin.

L'ADN génomique a été isolé des tissus indiqués d'un lapin décédé après 12 heures, en utilisant l'annexe S1, le protocole BOMB 6.3 et (A) des billes de vitesse ou (B) des billes de silice BOMB. Une comparaison avec l'extraction à base de phénol-chloroforme (C) est également présentée. MW dans tous les panneaux représente Hyperladder I (Bioline). Inévitablement, certains tissus (comme la moelle osseuse) produisent des rendements (D) bien plus élevés par mg de matière d'entrée, par rapport à d'autres tissus. Cependant, les méthodes à base de billes surpassent généralement les extractions au phénol-chloroforme entre nos mains. Remarque : les tissus de lapin n'ont pas été conservés immédiatement après la mort de l'animal, c'est pourquoi des tissus comme la rate ont subi une certaine dégradation de l'ADN. Les données sous-jacentes pour S4 Fig peuvent être trouvées dans S4 Data. BOMB, Bio-On-Magnetic-Perles.

S5 Fig. Exemple d'isolement d'ADN génomique à partir de feuilles de trèfle (Trifolium repens).

L'ADN génomique a été isolé à partir de feuilles individuelles (environ 5 mg de tissu) à l'aide de l'annexe S1, protocole BOMB 6.4 (haut débit). Un sous-ensemble d'échantillons d'ADN (18) provenant de 96 extractions, représenté sur la figure 2O, a été analysé sur un gel d'agarose. MW : Hyperladder I (Bioline). BOMB, Bio-On-Magnetic-Perles.

S6 Fig. Conversion au bisulfite.

(A) Schéma d'analyse de la méthylation de l'ADN à l'aide de la conversion au bisulfite. (B) Gel d'agarose après amplification par PCR d'ADN humain converti au bisulfite. Plusieurs paires d'amorces avec des tailles de produits attendues entre 221 et 435 pb ont été testées avec succès. MW : Mélange d'échelle d'ADN GeneRuler (Thermo Scientific). (C) Trace de séquençage d'un échantillon converti au bisulfite amplifié par PCR, aligné avec la séquence originale non convertie. Toutes les cytosines non CG ont été converties avec succès. Le taux de conversion est d'environ 99 % tel que mesuré par séquençage de Sanger après amplification PCR. BOMB, Bio-On-Magnetic-Beads CG, dinucléotide cytosine-guanine.


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