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Que signifient les acronymes dans les noms des neurones de C.elegans ?

Que signifient les acronymes dans les noms des neurones de C.elegans ?


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Dans ce site, je vois une variété de noms acronymes pour C.elegans neurones mais que signifient ces noms (par exemple AVAL, AVAR) ?


Malheureusement, il ne semble pas y avoir de nomenclature très systématique. Certaines lettres sont des acronymes tandis que d'autres décrivent une classe de neurones. Les lettres V et D décrivent généralement la contrepartie ventrale et dorsale d'une paire de neurones. Il en va de même pour L et R (gauche et droite).

Cette liste nomme tous les neurones de C. elegans et vous pouvez voir que, par exemple, le "rment jeneurones" ou mLes neurones moteurs commencent par RI ou RM. "jenier jeabial" ou "outer jeles neurones abiaux sont appelés IL ou OL. Les motoneurones de la moelle ventrale commencent par un V et leurs différentes classes sont appelées VA, VB, VC et VD plus un nombre. Les classes sont déterminées par les origines de la lignée ou des raisons historiques ;) Et il y a un beaucoup d'exceptions à ces règles, car leurs noms historiques subsistent même si nous continuons à en apprendre davantage sur ces neurones.

L'exemple AVAL/AVAR sont des interneurones du cordon ventral. Ils forment une classe avec d'autres interneurones du cordon ventral appelés AVB, AVD, AVE. Ainsi, les deux premières lettres font référence à la classe principale, la troisième lettre à la sous-classe. Le L ou le R font référence aux membres gauche et droit de cette paire.

Certains amis travaillant dans les neurosciences de C. elegans m'ont dit que vous traitez simplement ces codes de lettres comme des noms individuels pour les neurones sans trop vous soucier de leur origine et de leur signification.


L'organisation en sablier de la Caenorhabditis elegans connectome

Affiliations Département de génétique complexe des traits, Centre de neurogénomique et de recherche cognitive, Amsterdam Neuroscience, Vrije Universiteit Amsterdam, Amsterdam, Pays-Bas, Département de génétique clinique, Amsterdam University Medical Center, Amsterdam Neuroscience, Amsterdam, Pays-Bas

Rôles Conceptualisation, Méthodologie, Supervision, Rédaction – brouillon original

Affiliation School of Computer Science, Georgia Institute of Technology, Atlanta, Géorgie, États-Unis d'Amérique


INTRODUCTION

Contrairement à la matière non vivante, les êtres vivants ont développé divers mécanismes pour détecter et répondre aux fluctuations des conditions environnementales, en particulier lorsque celles-ci deviennent très défavorables (généralement appelées conditions de stress). Entrer dans un état de dormance au repos permettra à certains organismes de résister efficacement aux conditions défavorables et, par conséquent, a été adopté comme stratégie de survie commune par les deux procaryotes (par exemple., E. coli et M. tuberculose) et eucaryotes (par exemple., levures, ciliés et nématodes).

On a longtemps remarqué que de nombreux animaux entrent dans un état inactif, appelé hibernation, pendant l'hiver, lorsque la disponibilité de la nourriture est limitée. Les œufs fécondés du nématode du sol C. elegans se développeraient normalement dans leur stade adulte et reproducteur en 3 à 5 jours, après avoir rapidement traversé les stades larvaires L1 à L4, muant à la fin de chaque stade. Néanmoins, C. elegans est également capable d'entrer dans un état de repos, appelé stade dauer (un mot allemand signifiant « durable ou persistant »), généralement à la fin du stade larvaire L2 (ou moins communément du stade L1), dans des conditions difficiles telles que le manque de nourriture, forte densité de population ou augmentation de la température (voir Fig. 1) ( 2 , 3 ). L'état dauer permet C. elegans pour survivre couramment jusqu'à 120 jours (au lieu des 20 jours normaux !), ainsi que pour se disperser efficacement via la phorèse (relation dans laquelle un organisme transporte un autre organisme d'une espèce différente) vers un endroit de conditions plus favorables.

Le cycle de vie de C. elegans. Dauer est un stade larvaire alternatif, pris lorsque les conditions environnementales sont défavorables à la poursuite de la croissance. Les larves de Dauer semblent ne pas vieillir et peuvent vivre près de 10 fois leur durée de vie normale (environ 20 jours). Le temps que l'animal passe à un certain stade est indiqué.

Les larves dauer se distinguent facilement des autres stades de développement en présentant un état de résistance et d'économie d'énergie : les animaux arrêtent de prendre de la nourriture, paraissent minces et denses, restent généralement immobiles, mais peuvent remarquablement répondre à certains stimuli. De plus, les larves dauer non nourries possèdent un comportement spécifique au dauer connu sous le nom de nictation, dans lequel une larve monte une projection et se tient sur sa queue, agitant la tête en l'air. L'état de Dauer est également corrélé à une suspension du développement des organes reproducteurs. De retour dans des conditions de vie favorables, la larve sort de l'état dauer et reprend le processus de développement normal en entrant d'abord dans le stade larvaire L4. Les études génétiques ont été assez efficaces pour identifier les gènes dont la mutation favorise ou supprime la formation de Dauer. Cependant, les études biochimiques visant à comprendre comment les protéines codées sont réellement impliquées dans le processus de formation du dauer et génèrent éventuellement les transformations morphologiques et métaboliques spectaculaires restent encore rares. Cette revue met l'accent sur les progrès réalisés jusqu'à présent dans la compréhension du processus biochimique de formation du dauer.


2. Les bases de C. elegans

2.1. Croissance et maintien

C. elegans , bien que souvent considéré à tort comme un nématode du sol, peut plus facilement être isolé à partir de matières végétales en décomposition, qui contiennent une grande quantité de leur source de nourriture bactérienne (Barriégravere et Féacutelix 2014). En laboratoire, les animaux sont normalement cultivés sur des plaques de gélose contenant un tapis de la bactérie Escherichia coli. Une fois que les animaux épuisent les bactéries, ils utilisent leur approvisionnement en graisse. Sans nourriture, le développement des jeunes animaux au stade larvaire est arrêté. En raison de leur entrée dans cette stase, les animaux peuvent survivre pendant au moins un mois (souvent des assiettes affamées peuvent être utilement conservées jusqu'à six mois à 15 °C), et en tant que stocks, ils n'ont pas besoin d'une alimentation constante. Chaque fois que des animaux en bonne santé et en croissance sont nécessaires, un morceau de gélose de l'ancienne plaque peut être transféré dans une nouvelle plaque contenant des bactéries. Les animaux se déplacent vers les nouvelles bactéries et reprennent leur développement.

Plusieurs autres caractéristiques facilitent grandement le maintien des stocks de C. elegans et leur utilisation expérimentale. Premièrement, parce que C. elegans est un hermaphrodite autofécondant (voir la section suivante), un seul animal peut peupler une assiette. Deuxièmement, les populations animales peuvent être gelées pendant des années et ravivées en cas de besoin. Troisièmement, la petite taille de l'animal signifie que beaucoup peuvent être cultivés dans un petit espace. Quatrièmement, les animaux peuvent être cultivés à des températures allant de 12° à 25° leur Q10 car la croissance est

2 (c'est-à-dire qu'une augmentation de 10° accélère la croissance par deux). La croissance à différentes températures permet de contrôler la vitesse de développement des animaux et aide à l'isolement et à l'utilisation de mutants sensibles à la température. Une croissance continue au-dessus de 25° n'est pas possible car les animaux deviennent stériles. La limite supérieure de température peut être un problème si les animaux sont gardés sur des paillasses (au lieu d'incubateurs à température contrôlée) dans des pièces trop chaudes. Des expositions plus courtes à des températures plus élevées sont possibles pour les expériences de choc thermique et pour augmenter la production de mâles (Sulston et Hodgkin 1998). Cinquièmement, les animaux peuvent être synchronisés en isolant les larves nouvellement écloses ou en traitant les adultes gravides avec de l'eau de Javel (qui décontamine en tuant tout sauf les embryons) et en isolant les œufs, qui résistent au traitement à l'eau de Javel. Sixièmement, pour faciliter les études biochimiques, les animaux peuvent être cultivés en vrac dans un milieu liquide. Des « trieurs de vers » tels que le Biosorter COPAS sont également disponibles pour sélectionner rapidement de grandes quantités de vers individuels présentant les caractéristiques souhaitées. Enfin, on n'a pas besoin d'équipement particulièrement coûteux au-delà d'un bon microscope à dissection et d'un microscope composé pour travailler avec cet animal. Dans l'ensemble, les animaux sont peu coûteux et faciles à entretenir.

2.2. Les formes sexuelles et leur importance

Le type sauvage C. elegans a deux formes sexuées : les hermaphrodites autofécondants et les mâles (Figure 2 et Figure 3, A et B). La gonade des hermaphrodites forme un ovotestis qui produit d'abord des spermatozoïdes amiboïdes haploïdes qui sont stockés dans la spermathèque au stade L4, puis vers l'âge adulte, la lignée germinale change de destin pour produire des ovocytes beaucoup plus gros. Les hermaphrodites sont essentiellement des femelles dont les gonades produisent temporairement du sperme avant de produire des ovocytes. Les hermaphrodites peuvent produire jusqu'à 300 autoprogénitures qui sont fécondées par le sperme stocké. S'ils sont accouplés avec des mâles, les hermaphrodites sont capables de produire

1000 descendants, ce qui indique que le sperme produit par l'hermaphrodite est un facteur limitant de l'autofécondation. Les deux sexes sont diploïdes pour les cinq chromosomes autosomiques. Les sexes diffèrent en ce que les hermaphrodites ont deux chromosomes X et les mâles ont un seul chromosome X. C. elegans n'a pas de chromosome Y et le génotype des mâles est appelé XO. Le sexe est déterminé par le rapport X à autosome (X:A) (Zarkower 2006). La majorité des descendants produits par autofécondation sont hermaphrodites, seulement 0,1 à 0,2 % de la progéniture sont des mâles en raison d'une rare non-disjonction méiotique du chromosome X. Étant donné que les hermaphrodites fabriquent leur propre sperme, dans les croisements génétiques, l'auto-progéniture (ovocytes fécondés par le sperme de l'hermaphrodite) doit être distinguée de la descendance croisée. Par exemple, lorsque des hermaphrodites homozygotes pour une mutation récessive provoquant un phénotype mutant visible sont accouplés à des mâles de type sauvage, les hermaphrodites autoprogéniture présentent le phénotype mutant et les hermaphrodites de descendance croisée ne le font pas.

Figure 3. C. elegans anatomie. Principales caractéristiques anatomiques d'un hermaphrodite (A) et d'un mâle (B) vus latéralement. (A) Le cordon nerveux dorsal (DNC) et le cordon nerveux ventral (VNC) s'étendent sur toute la longueur de l'animal à partir de l'anneau nerveux. Deux des quatre quadrants des muscles de la paroi corporelle sont représentés. (B) Le système nerveux et les muscles sont omis dans cette vue, révélant plus clairement le pharynx et l'intestin. (C) Coupe transversale de la région antérieure de l'hermaphrodite de C. elegans (emplacement marqué d'une ligne noire en A) montrant les quatre quadrants musculaires entourés par l'épiderme et la cuticule avec l'intestin et la gonade logés dans la cavité pseudocœlomique. Images modifiées à partir de celles trouvées sur www.wormatlas.org (Altun et al. 2002-2015).

Les hermaphrodites autofertiles offrent plusieurs avantages pour l'analyse génétique. Premièrement, l'autofécondation (souvent appelée autofécondation) simplifie le maintien des stocks car un seul animal peut donner naissance à une population entière. Deuxièmement, comme l'a écrit Sydney Brenner (1974), « les animaux sont poussés à l'homozygotie », c'est-à-dire que les populations d'hermaphrodites ont tendance à perdre des hétérozygotes (parce que les hermaphrodites ne peuvent pas s'accoupler avec d'autres hermaphrodites). Ainsi, les souches mutagénisées sont essentiellement isogéniques. Troisièmement, l'autofécondation suit les règles mendéliennes standard de ségrégation, de sorte qu'un parent hétérozygote pour un trait récessif produira le modèle standard de ségrégation 1:2:1, de sorte que 25% de la descendance sera homozygote pour l'allèle mutant et affichera le trait autosomique récessif. Ainsi, l'autofécondation réduit considérablement l'effort nécessaire pour trouver de tels mutants. Quatrièmement, les mutants présentant des défauts neuromusculaires qui nuisent à la capacité de s'accoupler peuvent toujours être maintenus en laboratoire. En fait, seules onze des 302 cellules nerveuses de l'hermaphrodite : huit neurones ADF, ASG, ASI et ASJ, qui, lorsqu'ils sont tués en groupe, font que les animaux deviennent des larves dauer (Bargmann et Horvitz 1991), les deux cellules CAN ( Forrester et Garriga 1997) et le neurone M4 dans le pharynx (Avery et Horvitz 1989) sont connus pour être essentiels pour soutenir le développement jusqu'au stade reproducteur adulte. Cinquièmement, la viabilité de mutants même gravement défectueux et leur capacité à s'autoféconder permettent des criblages faciles pour les mutations modificatrices (activateurs et suppresseurs). De tels écrans ont été exceptionnellement utiles et informatifs. Par exemple, les mutants lin-12 (la nomenclature de C. elegans est décrite dans l'encadré 1) sont défectueux dans le développement vulvaire et des composants de la voie de signalisation LIN-12/Notch ont été identifiés avec des écrans suppresseurs et amplificateurs (Greenwald et Kovall 2013).

Encadré 1. Nomenclature de C. elegans

La nomenclature génétique diffère d'une espèce à l'autre. Ici, nous décrivons les principaux termes utilisés dans la recherche sur C. elegans. Une description plus complète peut être trouvée sur http://www.wormbase.org/about/userguide/nomenclature.
Nomenclature en un coup d'œil 1 : Définition
ZK154.3 Identification systématique des gènes (3 e ORF sur le cosmide ZK154)
mec-7 Nom du gène (le 7 e gène nommé pour une anomalie mécanosensorielle)
mec-7(e1506) Nom de l'allèle (issu du Laboratoire de biologie moléculaire du MRC - e )
MEC-7 Nom de la protéine (produit du gène mec-7)
Mec Phénotype (phénotype anormal mécanosensoriel)
e1506 Allèle homozygote
e1506/+ Allèle hétérozygote
mnDp30 Duplication (du Herman Lab - mn )
nDf6 Carence/Suppression (du Horvitz Lab - n )
muIs35 Transgène intégré (issu du Kenyon Lab - mu )
evEx1 Puce transgénique extrachromosomique (du Culotti Lab - ev )
CB3270 Nom de la souche (du Laboratoire de biologie moléculaire du MRC - CB)
mec-7p::gfp Fusion transcriptionnelle GFP (en utilisant uniquement le promoteur du gène)
mec-7::gfp Fusion traductionnelle GFP (dans laquelle gfp est inséré dans la séquence codante du gène)
ceh-6(pk33::Tc1) Insertion du transposon (Tc1) dans le gène ceh-6
1 Tous les noms de gènes de C. elegans, les désignations d'allèles et les gènes rapporteurs sont écrits en italique. Les cosmides, les protéines, les phénotypes et les noms de souches ne sont pas écrits en italique.
Noms de mutation (allèle) : L'allèle de type sauvage de tout gène est désigné par un signe plus en italique, + . Les allèles mutants sont représentés par 1 à 3 lettres minuscules, qui indiquent des laboratoires spécifiques, suivies d'un nombre. Tous les symboles de gènes et d'allèles sont en italique, par exemple, unc-54, e678 et mn5. Le génotype homozygote est représenté par une seule copie du nom de l'allèle (e678). Une condition hétérozygote est indiquée par une barre oblique, par exemple, e364/+, e364/e1099. Les anomalies chromosomiques sont indiquées par une ou deux lettres après le code du laboratoire, par exemple, mnDp30 est une duplication, nDf6 est une délétion (appelée déficience) et szT1 est une translocation. Une ou deux lettres peuvent être ajoutées après le nom de l'allèle pour indiquer des propriétés particulières véhiculées par la mutation, par ex. sensibilité à la température (ts), ambre (am), révertant (r), dominant (d) et semi-dominant (sd). Lorsqu'un gène a plus d'une mutation, comme cela pourrait résulter de la réversion intragénique d'un allèle mutant, les anciennes et les nouvelles mutations sont indiquées, par exemple, la réversion intragénique de e1498 pourrait donner e1498u124r.
Noms des gènes : Les gènes sont désignés par 3 ou 4 lettres minuscules, un tiret et un nombre (tous en italique), par ex. lon-2 et ensh-1 . Pour distinguer les allèles du même gène, les noms des allèles sont placés entre parenthèses sans espace entre le gène et le nom de l'allèle, par exemple, mec-7(e1343) et mec-7(e1506). Les gènes qui ont été identifiés comme un cadre de lecture ouvert (ORF) par le biais d'approches bioinformatiques obtiennent une identification systématique des gènes ( p. La région du promoteur en amont d'un gène est indiquée par le nom du gène suivi d'un « 8220p ». Ainsi, un gène codant pour une fusion traductionnelle MEC-7::GFP entraînée par le promoteur mec-7 serait mec-7::gfp, tandis qu'une fusion transcriptionnelle mab-5 serait mab-5p::gfp. Une insertion de transposon dans un gène est montrée de la même manière en utilisant le nom du transposon et deux deux-points, par exemple, unc-22::Tc1 [la plupart des transposons de C. elegans sont étiquetés Tc (transposon, Caenorhabditis) et un nombre].
Phénotypes : Les phénotypes mutants sont désignés par le nom du gène non en italique sans tiret ni numéro et avec la première lettre en majuscule, par exemple, les animaux Unc ou Sma sont non coordonnés ou de petite taille.
Produits génétiques : Les ARN sont désignés par le nom du gène en italique les protéines sont désignées par le nom du gène en majuscules et non en italique (MEC-7). Parfois, des changements spécifiques d'acides aminés sont indiqués.
Noms des souches : Deux lettres majuscules et un chiffre, par ex. CB429 et TU38, désignent une souche contenant une ou plusieurs différences génétiques. Les lettres indiquent le laboratoire qui a construit la souche (http://www.cbs.umn.edu/research/resources/cgc/lab-head). Aucun de ces symboles n'est en italique. Parce qu'une souche donnée peut porter plus d'une mutation, les noms de souche peuvent être considérés comme des raccourcis pour décrire des animaux porteurs de génotypes complexes. Les gènes (et/ou allèles) dans les souches avec plusieurs mutations sont répertoriés dans le chromosome, puis mappés dans l'ordre avec les gènes sur le même chromosome séparés par des espaces et les gènes sur différents chromosomes séparés par des points-virgules. Le nom en italique du chromosome peut également être inclus, par exemple, lon-2(e678) mec-7(e1506) X , unc-54 myo-3 et e364 e66 u38/szT1 . szT1 est l'un des nombreux chromosomes d'équilibre qui sont souvent utilisés pour maintenir des mutations mortelles en tant qu'homozygotes mais viables en tant qu'hétérozygotes. Pour les souches contenant des gènes rapporteurs, il existe deux désignations typiques. Les rapporteurs sont nommés pour des laboratoires spécifiques similaires aux allèles mutants, et ils sont en outre nommés selon que le gène rapporteur est maintenu extrachromosomiquement sur une puce multicopie à l'aide d'une étiquette “Ex” (par exemple evEx1) ou est maintenu en intégrant la séquence ( dans la plupart des cas au hasard) dans le génome en utilisant une étiquette “Is” (par exemple muIs35).

Les mâles sont importants car ils permettent l'échange de matériel génétique nécessaire pour générer des animaux avec des compositions génétiques différentes et pour cartographier les gènes. En effet, l'animal a évolué pour tirer parti de l'apport génétique de mâles rares en utilisant du sperme mâle (croisé) avant d'utiliser du sperme hermaphrodite (auto) (Ward et Carrel 1979). Ainsi, si les mâles sont capables de s'accoupler, la descendance croisée prévaut (pour aider les mâles à trouver des hermaphrodites, les chercheurs utilisent des plaques de Petri avec une petite tache de bactéries).

2.3. Cycle de la vie

L'embryogenèse de C. elegans prend environ 16 heures à 20° (tous les temps suivants sont également pour le développement à 20°) (Figure 2). Une coquille d'œuf pratiquement imperméable est formée après la fécondation, permettant à l'embryon de se développer complètement indépendamment de la mère. Cependant, les embryons sont généralement retenus dans l'hermaphrodite jusqu'au stade de 24 cellules, moment auquel ils sont pondus. L'embryon hermaphrodite éclot avec 558 noyaux (certains noyaux sont dans des syncytia multinucléaires, donc le nombre de cellules est plus faible) et devient une larve de premier stade (L1). Les animaux commencent à manger et se développent à travers quatre stades larvaires (L1-L4). Le stade L1 est

16 h les autres étapes sont

12 heures de long. Chaque étape se termine par une période d'inactivité semblable au sommeil appelée léthargue (Raizen et al. 2008) au cours de laquelle une nouvelle cuticule (couche externe de collagène) est formée. La léthargie se termine par la mue de l'ancienne cuticule. Environ 12 heures après la mue L4, les hermaphrodites adultes commencent à produire une descendance pendant une période de 2-3 jours jusqu'à ce qu'ils aient utilisé tout leur sperme autoproduit. Une descendance supplémentaire peut être générée si l'hermaphrodite appauvri en spermatozoïdes s'accouple avec un mâle. Après la période de reproduction, les hermaphrodites peuvent vivre encore plusieurs semaines avant de mourir de sénescence.

Lorsque les bactéries sont épuisées et que les animaux sont surpeuplés, les larves L2 activent un cycle de vie alternatif (Hu 2007) et se muent en un stade larvaire alternatif L3 appelé larve “dauer” (“dauer” en allemand signifie “durable" le signal est en fait traité par les animaux L1, mais ses résultats ne sont visibles qu'au stade dit "Golden et Riddle" 1984. La cuticule de la larve dauer entoure complètement l'animal et bouche la bouche empêchant l'animal de manger et arrêtant ainsi le développement. La cuticule du dauer a une résistance accrue aux produits chimiques, elle offre donc au dauer une meilleure protection contre les stress environnementaux et les agents caustiques. Les larves de Dauer peuvent survivre plusieurs mois et sont la forme de dispersion la plus couramment rencontrée dans la nature. Lorsque le dauer les larves sont transférées sur des plaques contenant des bactéries, elles perdent leurs bouchons buccaux, muent et poursuivent leur développement en tant que larves L4 légèrement différentes.


Microscopie à expansion de C. elegans

expansion linéaire 4,5x) par gonflement isotrope de tissu traité chimiquement et inclus dans l'hydrogel. ExM de C. elegans est défié par sa cuticule, qui est rigide et imperméable aux anticorps. Nous présentons ici une stratégie, l'expansion de C. elegans (ExCel), pour étendre fixe, intact C. elegans. ExCel permet la lecture simultanée des protéines fluorescentes, de l'ARN, de la localisation de l'ADN et des structures anatomiques à des résolutions de

65-75 nm (expansion linéaire 3,3-3,8x). Nous avons également développé ExCel préservant les épitopes, qui permet l'imagerie de protéines endogènes colorées par des anticorps, et ExCel itératif, qui permet l'imagerie de protéines fluorescentes après une expansion linéaire 20x. Nous démontrons l'utilité de la boîte à outils ExCel pour cartographier les protéines synaptiques, pour identifier les protéines précédemment non signalées aux jonctions cellulaires et pour l'analyse de l'expression génique dans plusieurs neurones individuels du même animal.

Mots clés: C. elegans expansion de la biologie du développement microscopie expression génique immunohistochimie hybridation in situ neurosciences imagerie super-résolution synapses.

Déclaration de conflit d'intérêts

CY, AW, AS, FC Co-inventeur sur les brevets liés à la microscopie à expansion : WO2015127183A2, US20170089811A1, US20160305856A1, US20170067096A1, US20160304952A1, WO2017147435A1, US20190256633A1, et WO2020013833A1, NB, AB, SA, CZ, Non MG déclaré, OH Rédacteur en chef, eLife, EB Est un co-inventeur sur les brevets liés à la microscopie à expansion : WO2015127183A2, US20170089811A1, US20160305856A1, US20170067096A1, US20160304952A1, WO2017147435A1, US20190256633A1, et WO2020013833A1 d'une société cherchant à commercialiser des applications médicales de microscopie à expansion.

Les figures

Figure 1. Flux de travail pour l'extension de C.…

Figure 1. Flux de travail pour l'extension de C. elegans (ExCel) traitement des échantillons.

Figure 2.. ExCel permet la visualisation médiée par les anticorps de…

Figure 2.. ExCel permet la visualisation médiée par des anticorps de protéines fluorescentes.

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Figure 3.. Isotropie d'ExCel.

Figure 3.. Isotropie d'ExCel.

( UNE ) Images représentatives de paraformaldéhyde fixé, -mercaptoéthanol réduit, traité AcX et…

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Figure 3—supplément de la figure 1. Distorsion locale au niveau de la région des gonades du jour 1 – jour…

Figure 3—supplément de la figure 2.. Distorsion locale à…

Figure 3-figure supplément 2.. Distorsion locale à la région de la bouche.

Images représentatives des régions buccales…

Figure 4.. La coloration Post-ExCel NHS-ester révèle des…

Figure 4.. La coloration Post-ExCel NHS-ester révèle des structures anatomiques.

Images représentatives de ( UNE ) pharyngée…

Figure 5.. ExCel permet la lecture simultanée de…

Figure 5. ExCel permet la lecture simultanée des protéines fluorescentes, de l'ARN, de l'emplacement de l'ADN et des caractéristiques anatomiques.

Figure 6.. Imagerie en super-résolution des protéines synaptiques…

Figure 6. Imagerie à super-résolution des protéines synaptiques avec ExCel.

( UNE ) Images représentatives de…

Figure 7.. Imagerie super-résolution des synapses électriques…

Figure 7.. Imagerie à super-résolution des synapses électriques avec ExCel.

Des images représentatives de la protéine innexine fusionnée avec TagRFP…

Figure 8.. Détection d'ARN dans les neurones.

Figure 8.. Détection d'ARN dans les neurones.

Traité par ExCel (fixé au formaldéhyde, réduit au β-mercaptoéthanol, traité par LabelX et AcX, intégré à l'hydrogel, digéré par la protéinase K…

Figure 9.. Détection d'ARN dans les neurones, à…

Figure 9.. Détection d'ARN dans les neurones, à résolution subcellulaire.

Images représentatives du traitement ExCel (fixé au formaldéhyde, réduit au β-mercaptoéthanol,…

Figure 10.. Quantification d'ARN de résolution à un seul neurone.

Figure 10.. Quantification d'ARN de résolution à un seul neurone.

( UNE ) Un représentant ExCel-traité (formaldéhyde-fixé, β-mercaptoéthanol-réduit, LabelX-…

Figure 11.. Écran des traitements post-gélification qui…

Figure 11.. Écran des traitements post-gélification qui confèrent l'extensibilité des tissus et la coloration générale des épitopes.

Figure 12.. Immunohistochimie après certains traitements post-gélification.

Figure 12.. Immunohistochimie après certains traitements post-gélification.

( UNE ) Estimation du rapport signal/bruit de l'immunomarquage…

Figure 13.. Flux de travail pour l'expansion préservant l'épitope de…

Figure 13.. Flux de travail pour l'expansion de l'épitope préservant C. elegans (ExCel préservant l'épitope) traitement des échantillons.

70% estimé à partir des résultats d'immunocoloration du panel de 12 anticorps non-IgM de la figure 12A). Le traitement des échantillons avant le panneau A est identique au flux de travail pour le protocole ExCel standard sans ExFISH (comme indiqué dans les flèches bleues de la figure 1) jusqu'à et y compris l'étape de gélification (figure 1A-C, E-G). Le facteur d'expansion linéaire du composite hydrogel-échantillon est indiqué entre parenthèses. Pour les stades dans lesquels le tissu du ver se dilate moins que l'hydrogel environnant, ce qui se produit en raison d'une homogénéisation incomplète de la résistance mécanique du tissu du ver fixe, les facteurs d'expansion du ver et de l'hydrogel sont indiqués avant et après un barre oblique, respectivement. (AL) Étapes du protocole, avec le texte en gras indiquant le titre de l'étape. (UNE) La polymérisation de l'hydrogel est réalisée sur l'échantillon, en incubant d'abord les échantillons dans une solution de monomère activé (0,015% 4-hydroxy-TEMPO, 0,2% TEMED, 0,2% APS, en plus de la solution de monomère non activé) pendant 1 h à 4 °C, transfert des spécimens dans une chambre de gélification et incubation de la chambre pendant 2 heures à 37 °C. Au cours de la polymérisation, les protéines modifiées par AcX sont ancrées de manière covalente au réseau d'hydrogel. (B) Les échantillons sont traités avec de la collagénase de type VII purifiée par chromatographie à 0,5 kU/mL, dans une solution saline tamponnée au tris contenant du calcium (100 mM Tris pH 8,0, 500 mM NaCl, 40 mM CaCl2) pendant la nuit (18-24 h) à 37°C. Au cours de ce traitement, l'hydrogel se dilate de

1,2x linéairement, alors que le ver réduit légèrement en taille à

0,9x linéairement. En raison de l'inadéquation du facteur d'expansion entre le ver et le gel, le tissu du ver se détache de l'hydrogel environnant, mais reste physiquement dans le moule d'hydrogel qui a été fait de sa propre forme pendant l'étape de gélification en A. (C) Les échantillons sont traités avec un traitement de dénaturation, dans lequel ils sont incubés dans un tampon de dénaturation des protéines à expansion minimale (tampon MAP5 50 mM Tris pH 9,0, 5,72% (w/w) sodium dodécyl sulfate (SDS), 400 mM NaCl, 20 mM de CaCl2) pendant une nuit (18-24 h) à 37°C, une nuit (18-24 h) à 70°C et 2 h à 95°C. Des concentrations réduites de calcium et de NaCl sont utilisées dans ce tampon, par rapport à d'autres tampons non expansibles conçus dans cet article, en raison de leur solubilité incompatible avec le SDS à des concentrations plus élevées. () Les échantillons sont lavés quatre fois dans une solution saline tamponnée au tris (TNC40020 (les acronymes sont utilisés dans les protocoles supplémentaires en annexe 1) tampon Tris 50 mM pH 8,0, NaCl 400 mM, CaCl 20 mM2) pour éliminer le SDS de l'échantillon d'hydrogel. Les échantillons sont ensuite lavés quatre fois dans une solution saline tamponnée tris avec une concentration de calcium réductrice (une fois avec du tampon TNT + 10 mM CaCl2, puis trois fois avec TNT Buffer TNT Buffer est 50 mM Tris pH 8,0, 1 M NaCl, 0,1% Triton X-100) pour éliminer les ions calcium de l'échantillon d'hydrogel. Enfin, les échantillons sont lavés avec une solution saline de tampon phosphate avec une concentration de NaCl réductrice (une fois avec PBST + 500 mM NaCl, deux fois avec PBST PBST est 1x PBS + 0,1% Triton X-100). (E) Les échantillons sont immunocolorés avec des anticorps fluorescents dirigés contre les antigènes cibles. (F) Les échantillons sont incubés avec AcX à une concentration de 0,1 mg/mL dans du PBST (1x PBS + 0,1% Triton X-100) pendant une nuit à température ambiante. Cette étape équipe les protéines, y compris les anticorps fluorescents introduits dans E, d'une partie polymère-anchor. (g) Les échantillons sont incubés dans une solution de monomère G2 non activé (50 mM MOPS pH 7,0, 2 M NaCl, 7,5% (w/w) acrylate de sodium, 2,5% (w/w) acrylamide, 0,15% (w/w) N, N'-méthylène-bis-acrylamide) pendant une nuit à 4°C, pour assurer une diffusion complète de la solution de monomère dans tout l'échantillon, avant la réaction de gélification. (H) Les échantillons sont ré-incorporés dans un deuxième hydrogel extensible, en incubant les échantillons dans une solution de monomère activé (0,015 % 4-hydroxy-TEMPO, 0,2 % TEMED, 0,2 % APS, en plus de la solution de monomère non activé) pendant 45 min à 4°C, transfert des échantillons dans une chambre de gélification et incubation de la chambre pendant 2 heures à 37°C. Au cours de la polymérisation, les anticorps fluorescents modifiés par AcX sont ancrés de manière covalente au réseau d'hydrogel du deuxième hydrogel (grilles orange). Nous utilisons des grilles bleues pour représenter le réseau d'hydrogel du premier hydrogel réticulé par DATD (c'est-à-dire le réseau synthétisé dans le panneau A), pour le différencier du réseau du deuxième hydrogel de réintégration. (je) Les échantillons sont traités avec de la protéinase K à 8 U/mL, dans un tampon de digestion non expansible (50 mM Tris pH 8,0, 500 mM NaCl, 40 mM CaCl2, 0,1 % Triton X-100) pendant la nuit (18 à 24 h) à température ambiante, pour réduire davantage la résistance mécanique du tissu du ver d'origine et permettre une plus grande expansion. Au cours de ce traitement protéolytique, la plupart des protéines perdent leur antigénicité, mais certains des signaux fluorescents des protéines fluorescentes ancrées AcX sont conservés, comme utilisé par le protocole ProExM d'origine. (J) Les échantillons sont traités avec une solution de clivage DATD (méta-périodate de sodium 20 mM dans 1x PBS, pH 5,5) pendant 30 min à température ambiante, pour désintégrer chimiquement le premier hydrogel, qui contient l'agent de réticulation clivable au périodate N,N'-diallyl-tartardiamide (DATD), tout en épargnant le second hydrogel, qui contient un agent de réticulation résistant au périodate, le N,N'-méthylène-bis-acrylamide (bis). (K) Pour visualiser les caractéristiques anatomiques, les spécimens peuvent être colorés avec un ester N-hydroxysuccinimide (ester NHS) de colorant fluorescent (introduit dans le texte principal, figure 4, vidéos 1 et 2). La coloration NHS-ester est réalisée à 5 M dans du PBST (1x PBS + 0,1% Triton X-100) pendant une nuit à température ambiante. La coloration DAPI peut être appliquée à ce stade, mais le résultat ne correspond pas au schéma nucléaire attendu tel qu'observé sur les figures 2, 5 et 9 (voir figure 13 - supplément de la figure 1). (L) Les échantillons sont expansés avec un lavage dans du PBS 0,1x et deux lavages dans de l'eau déminéralisée. A ce stade, l'hydrogel se dilate de

7,4x linéairement, alors que le tissu du ver se dilate de

2,8x linéairement, dans une plage de 2,5 à 3,5x (médiane, 2,78x moyenne, 2,83x n = 10 hydrogels traités indépendamment à partir de 2 séries d'expériences). Après expansion, les échantillons sont prêts pour l'imagerie.

Figure 13—supplément de la figure 1.. Coloration DAPI après…

Figure 13-figure supplément 1.. Coloration DAPI après la préservation de l'épitope ExCel.

Images représentatives d'un traitement ExCel préservant l'épitope (fixé au formaldéhyde, réduit en β-mercaptoéthanol,…

5 m, en unités biologiques) du tissu, et non sur l'ensemble de l'animal, afin de faciliter la visualisation du schéma de coloration (puisque la projection maximale sur l'ensemble de l'animal contiendrait des signaux provenant de couches de noyaux qui se chevauchent, ce qui entrave l'interprétation) . Paramètres de luminosité et de contraste : d'abord définis par la fonction de réglage automatique aux Fidji, puis ajustés manuellement (augmentation du seuil d'intensité minimale et abaissement du seuil d'intensité maximale) pour améliorer le contraste. Facteur d'expansion linéaire : ver, 3,0 à 3,2 x l'hydrogel environnant, 7,6 x. Barres d'échelle : (A, C) 5 μm (B, D) 1 μm (in biological units, i.e. post-expansion lengths are divided by the expansion factor of the worm).

Figure 14.. Isotropy of epitope-preserving ExCel.

Figure 14.. Isotropy of epitope-preserving ExCel.

( UNE ) Representative images of paraformaldehyde-fixed, β-mercaptoethanol-reduced, AcX-treated,…

Figure 15.. Epitope-preserving ExCel allows multiplexed imaging…

Figure 15.. Epitope-preserving ExCel allows multiplexed imaging of endogenous proteins at nanoscale resolution.

Figure 16.. Super-resolution imaging of pre-synaptic active…

Figure 16.. Super-resolution imaging of pre-synaptic active and peri-active zones with epitope-preserving ExCel.

Figure 17.. Workflow for iterative expansion of…

Figure 17.. Workflow for iterative expansion of C. elegans (iExCel) sample processing.

20x. Sample processing prior to Panel A is identical to the workflow for the standard ExCel protocol without ExFISH (as shown in blue arrows in Figure 1) until, and including, the post-Proteinase-K partial expansion step (Figure 1A–C, E–G). The linear expansion factor of the hydrogel-specimen composite is shown in parentheses. (A–I) Steps of the protocol, with the bold text indicating the title of the step. (UNE) Specimens are partially expanded from a linear expansion factor of 1.0x to 1.8x, with the same protocol as shown in Figure 1I. (B) Specimens are immunostained first with primary antibodies against fluorescent proteins in 5x SSCT overnight at 4°C, and then with secondary antibodies that have been conjugated to a 24-base DNA oligonucleotide, in DNA-conjugated Antibody Staining Buffer (2x SSC, 2% (w/v) dextran sulfate, 1 mg/mL yeast tRNA, 5%(v/v) normal donkey serum, 0.1% Triton X-100) overnight at 4°C. The DNA oligo is conjugated to the antibody at the 3’ end, and contains a gel anchorable group at the 5’ end. (C) Specimens are expanded from a linear expansion factor of 1.8x to 3.8x, with the same protocol as shown in Figure 1M. () Specimens are re-embedded into another non-expandable hydrogel (‘Gel #2’) to lock up its size at the expanded state, as shown in Figure 1N, except that the monomer solution is replaced by DATD-crosslinked re-embedding monomer solution (10% acrylamide, 1% N,N'-diallyl-tartardiamide (DATD), 0.05% TEMED, 0.05% APS), which results in a hydrogel that can be later disintegrated via crosslinker cleavage, to allow full expansion of the final expandable gel. The DATD-crosslinked re-embedding monomer solution contains a charged molecule APS. Therefore, the linear expansion factor slightly drops from 3.8x to 3.6x during this step. During hydrogel polymerization, the DNA oligo on the antibody, which contains a gel-anchorable group, is covalently anchored to the second hydrogel network (orange grids). (E) Specimens are incubated with a 100-base DNA oligonucleotide (‘Linker’), which hybridizes to the 24-base DNA oligo on the secondary antibodies, and which contains a gel anchorable group on its 5’ end, in iExCel hybridization buffer (4x SSC, 20% (v/v) formamide) overnight at RT. (F) Specimens are re-embedded into another expandable hydrogel (‘Gel #3’), by incubating the specimens in activated Gel #3 monomer solution (1x PBS pH 7.4, 7.5% (w/w) sodium acrylate, 2.5% (w/w) acrylamide, 0.15% (w/w) N,N’-methylene-bis-acrylamide, 2M NaCl, 0.015% 4-hydroxy-TEMPO, 0.2% TEMED, 0.2% APS) for 50 min at 4°C, transferring the specimens into a gelation chamber, and incubating the chamber for 2 hr at 37°C. During polymerization, the linker DNA oligo, which contains a gel-anchorable group, is covalently anchored to the hydrogel network of the third hydrogel (magenta grids). (g) Specimens are treated with DATD cleaving solution (20 mM sodium meta-periodate in 1x PBS, pH 5.5) for 30 min at RT, to chemically disintegrate the first and the second hydrogels, which contain a periodate-cleavable crosslinker N,N'-diallyl-tartardiamide (DATD), while sparing the third hydrogel, which contains a periodate-resistant crosslinker N,N’-methylene-bis-acrylamide (bis). (H) Specimens are incubated with a fluorophore-conjugated 15-base locked nucleic acid (LNA) oligonucleotide, which hybridizes to the 100-base linker DNA oligo at four locations, in iExCel hybridization buffer (4x SSC, 20% (v/v) formamide) overnight at RT. (je) Specimens are expanded to a linear expansion factor of

20x, with three washes in deionized water. After expansion, specimens are ready for imaging.


Introduction

Caenorhabditis elegans is an important model system in biology, because of its tractable size (959 somatic cells in adult hermaphrodites), its genetic manipulability, and its optical transparency, which yields the possibility of whole-organism imaging of biological processes and signals. Perhaps not surprisingly, therefore, super-resolution microscopy has been useful to the analysis of C. elegans, with studies applying STORM, PALM, SR-SIM, and STED to C. elegans to investigate cells and tissues in both intact or dissected C. elegans (Rankin et al., 2011 Gao et al., 2012 Vangindertael et al., 2015 He et al., 2016 Köhler et al., 2017 Krieg et al., 2017). However, the depths of imaging of such studies were largely physically limited to a few microns to tens of microns, insufficient to map the entire depth of an adult animal, and the hardware required for super-resolution microscopy is not available in all laboratories, and can be slow and/or expensive to deploy. Furthermore, the tough cuticle of C. elegans presents a barrier to immunostaining in the intact animal, important for STORM and STED imaging and for the general labeling of proteins in a variety of scientific contexts.

Recently, we discovered that it is possible to isotropically expand biological specimens by permeating them evenly and densely with a swellable hydrogel polymer network, anchoring key biomolecules or labels to the hydrogel, softening the tissue through a chemical process, and then adding water, which swells the polymer and in turn the tissue (Chen et al., 2015). This technique, expansion microscopy (ExM), is now being adapted and improved by many groups, and has been applied to tissues of mice, human patients, and in many other biological contexts (Chen et al., 2015 Chen et al., 2016 Chozinski et al., 2016 Ku et al., 2016 Tillberg et al., 2016 Chang et al., 2017 Zhao et al., 2017 Park, 2018 Truckenbrodt et al., 2018 Gambarotto et al., 2019 Wassie et al., 2019). Cependant, C. elegans is wrapped in a multi-layer cuticle, which is well known to be impermeable to many small molecules and all antibodies, and mechanically stiff to the point where physical expansion would be expected to proceed poorly (Duerr, 2006 Page and Johnstone, 2007 Chisholm and Xu, 2012). Thus, we set out to develop an ExM protocol customized for the C. elegans context that would overcome these barriers.

To achieve this goal, we modified previously published protocols in a number of ways (Figure 1, green steps) to generate a new protocol which we call expansion of C. elegans (or ExCel). This protocol results in high signal-to-background antibody staining against protease-resistant fluorescent proteins, low-distortion (

1–6% over length scales of 0–100 μm) physical expansion by

3.3x, and both protein and RNA detection with sub-cellular resolution. Using ExCel, we were able to resolve synaptic and gap junction proteins better than with ordinary confocal microscopy, and simultaneously image proteins, RNA, and DNA location within the same specimen. In particular, such multiplexed capability has not been demonstrated with previous super-resolution methods in C. elegans, and facilitates nanoscale-precise analyses of how multiple molecular types are spatially organized in the context of an entire animal.

Workflow for expansion of C. elegans (ExCel) sample processing.

A method for expanding cuticle-enclosed intact C. elegans, extending published proExM and ExFISH protocols with specific modifications (shown in green text full key in lower left). Depending on whether the user intends to visualize RNAs or not, the protocol branches into two forms. The protocol without ExFISH, which supports the readout of fluorescent proteins, DNA location (in the form of DAPI staining), and anatomical features, is indicated with blue arrows, ending in Panel L. The protocol with ExFISH, which additionally supports readout of RNAs, is indicated with orange arrows, ending in panel Q. For all steps after hydrogel formation (Panels G-Q), the linear expansion factor of the hydrogel-specimen composite is shown in parentheses. (A–Q) Steps of the protocol, with the bold text indicating the title of the step see text for details of each step.

The standard ExCel protocol visualizes fluorescent reporters, such as those fused to proteins of interest, which requires transgenesis, and could in principle affect the function and localization of the target protein. Thus, we additionally developed an alternative ExCel protocol, which we call epitope-preserving ExCel, that enables detection of untagged, completely endogenous proteins, using off-the-shelf primary antibodies. The epitope-preserving ExCel protocol replaces the use of Proteinase K, a general protease that disrupts most epitopes in the standard ExCel protocol, with an epitope-preserving cuticle-permeabilization treatment that we identified in a systematic screen of chemical treatments. This protocol enables antibody staining of protein epitopes at the expense of a slightly reduced expansion factor (

2.8x) and lower expansion isotropy (

8–25% error over length scales of 0–100 μm). We showed that epitope-preserving ExCel allows multiplexed readout of multiple native proteins at super-resolution, a capability that we used to identify a previously unreported protein localization at the junctions between developing vulval precursor cells, and to resolve the peri-active and active zones of chemical pre-synapses.

Lastly, we developed a third protocol, iterative ExCel (iExCel), which enables two successive rounds of hydrogel-mediated expansion of a given worm, by incorporating the previously validated strategies of iterative expansion microscopy into the ExCel context (Chang et al., 2017). iExCel brings the expansion factor from

20x, and the theoretical limit of resolution down to

25 nm, at a low level of distortion (

1.5–4.5% over length scales of 0–100 μm), on par with that of standard ExCel, on which it builds. With iExCel, we were able to resolve fluorescent puncta that may represent individual GFP molecules expressed in the neuronal cytosol.

Each of these ExCel protocols highlights some of the challenges remaining in deploying ExM in C. elegans, including distortion in the gonad and mouth regions, reduced general isotropy with epitope-preserving ExCel, and the ability to only detect fluorescent proteins with the current form of iExCel, which provide grounds for further optimization in the future.


Présentation de la discussion

Can a single human brain ever understand how a human brain works? Colón-Ramos argues not – but a network of brains might! Networks are an essential part of science, whether it is at the level of single neurons connecting to form a brain, or networked brains forming a scientific community. Colón-Ramos studies neural networks in the nematode C. elegans to uncover how neurons organize and communicate with each other to form the nervous system. Using the nervous system as a metaphor, he explains how our own brains, similar to neurons, are “wired to be wired”, and how scientists connect their brains to weave new knowledge.


Supporting information

S1 Fig. csGPCR gene locus analysis.

(A) Histogram of upstream intergenic region distances of all C. elegans csGPCR genes.

The average size of the 5’ intergenic region (= distance to next gene) is 1.8 kb.

Eighty-nine percent of all loci have a 5’ intergenic region smaller than 4 kb.

(B) Histogram of average combined intron length (bp) per GPCR gene.

(C) The intergenic region of the majority of GPCR is substantially larger

than the combined intronic region. bp, base pair csGPCR, chemosensory-type GPCRs GPCR, G-protein-coupled receptor.

Tableau S1. Masterlist of all examined GPCR reporters.

GPCR, G-protein-coupled receptor protein.

Tableau S2. List of all identified sensory neurons with GPCR expression.

Gene in bold: newly identified in this paper

Gene in non-bold: previously identified

(Gene in parenthesis): ID based on position and morphology, not confirmed with neuron-specific reporter.

GPCR, G-protein-coupled receptor protein.

Tableau S3. Primers.

Primer sequences for the reporters generated by the Vancouver consortium (BC strains) can be found at http://www.gfpworm.org.


H1N1? H2N5? What Do Flu Names Mean?

The fall brings with it cooler days, apple picking and flu season.

We know what the symptoms of the flu are, how it is spread and the importance of getting a flu shot. What we may not know is the difference between the strains of the influenza virus and why are they referred to by the letters H and N - followed by numbers.

This may be a bit "inside biology" for some, but, in case you are wondering what these names mean and how they come about, here is a look into the virology behind the influenza virus.

Strains of influenza are characterized by two proteins that are on the outer surface of the virus: hemagglutinin and neuraminidase. This is where the "H" and "N" in the name come from. The proteins can be seen in the picture above, represented by the blue "spikes" on the outside of the virus. Both of these proteins are required for the virus to cause an infection and perform complementary functions. The hemagglutinin is critical for the virus to be able to attach to, and then enter the cell. Without hemagglutinin, the entire process of infection could not be initiated.

Once in the cell, the virus takes over the normal cell machinery and uses it to make many copies of itself.

Then, the neuraminidase enzyme comes into play. Neuraminidase is required for the newly made viruses to escape the host cell, where they can then perpetuate the infection. It's role is to clip the newly made viruses from the membrane of host cell and release them. Without neuraminidase, the new viruses would stay attached to the host cell, unable to infect new cells.

When a person becomes infected with influenza virus, their body's immune system responds by making antibodies to the H and N proteins. Then the antibodies bind to the H and N proteins, and block them from doing their job, stopping the virus in its tracks.

However, with influenza virus, the situation is even more complicated.

Influenza's complexity starts with the fact that there are 14 versions of H protein and 9 versions of N which means that there are a total of 144 varieties of flu. Not all of these 144 are infective.

Additionally, there are two major processes that create a complicated situation even worse. Ceux-ci sont appelés antigenic drift et antigenic shift.

Antigenic drift means that either H or N change in a particular strain. This results in new strains, and this trips up the immune system. When H and N mutate, it is possible that they change so much that the antibodies may not bind to them anymore, leaving the virus fully infective.

The concept of antigenic shift is more complicated, but, stay with me for a moment. In order to understand antigenic shift, first we must understand how the genome of influenza is stored inside the virus. Influenza belongs to the orthomyxoviridae family of viruses. This means that, unlike our genes, which are made up of DNA, the flu virus's genome is made up of RNA - eight separate pieces of RNA. Flu is an example of an RNA virus with the hemagglutinin and neuraminidase genes are found on different pieces of RNA.

When two different strains of flu infect a cell at the same time, the pieces of RNA (eight from each virus) mix together. This is called reassortment and results in a new strain.

In looking at the figure below, let's say that strain A (with the green RNA) is an H1N1 virus and strain B (with the blue RNA) is an H2N5. In the figure, both of these viruses are infecting the same cell at the same time. When in the cell, the 16 pieces of RNA mix together and the virus that is released from the cell is different (a combination of some green RNA and some blue RNA) from either of the original ones that went in.

This process makes pandemics more likely because the strain that results from the reassortment may be a more dangerous strain and also one that no one has been exposed to before.

Within the past century, there have been four flu pandemics (worldwide epidemics.) They occurred in 1918 (H1N1 - swine flu), 1957 (H2N2), 1968 (H3N2) and 2009 (H1N1) and experts agree that it is not a matter of if, but when, the next pandemic will strike. It is not simple to predict which flu strain will be wreaking havoc next and the flu vaccine varies in how effective it is from year to year. Knowing about the complexity of the influenza virus's genome and its ability to undergo antigenic shift and drift help us understand, at least to some extent, what we are up against each year.


CONTRIBUTIONS D'AUTEUR

Erick O. Olivares: Data curation Formal analysis Methodology Software Visualization Writing – original draft Writing – review & editing. Eduardo J. Izquierdo: Conceptualization Formal analysis Funding acquisition Investigation Methodology Project administration Supervision Visualization Writing – original draft Writing – review & editing. Randall D. Beer: Conceptualization Formal analysis Funding acquisition Investigation Methodology Project administration Resources Software Supervision Writing – original draft Writing – review & editing.